Artículo Original

https://eqrcode.co/a/CEz0cL

Caracterización fisio-cultural y compatibilidad micelial de aislamientos de Sclerotium sp. procedentes de siete hospedantes

Physiological and cultural characterization and mycelial compatibility of Sclerotium sp. isolates from seven plant hosts


RESUMEN

Los objetivos del trabajo fueron caracterizar cultural y fisiológicamente 15 aislamientos de Sclerotium sp. procedentes de frijol (Phaseolus vulgaris L.), garbanzo (Cicer arietinum L.), tomate (Solanum lycopersicum L.), malanga [Colocasia esculenta (L.) Schott], ajo (Allium sativum L.) y las plantas ornamentales Neomarica caerulea (Ker Gawl.) Sprague y Hydrocotyle sp. de Cuba y Brasil, bajo diferentes condiciones de iluminación, y determinar la presencia de los Grupos de Compatibilidad Micelial (GCM) de los mismos. Para ello se usaron placas Petri contentivas de medio de cultivo Papa Dextrosa Agar (PDA), bajo tres regímenes de luz: oscuridad constante (OC), luz alterna (LA) y luz constante (LC) a 28±2°C. Se evaluó el diámetro del crecimiento micelial, textura superficial y color de las colonias en cada aislamiento, así como el número, peso y diámetro de esclerocios en cada condición. Además, se realizaron pruebas de enfrentamiento para determinar la existencia de GCM. La mayor producción de esclerocios fue bajo LC, y la menor a OC. Se observó Compatibilidad Micelial entre las colonias de aislamientos procedentes de un mismo hospedante (No. 1 y 9 de C. arietinum; No. 5 y 6 de P. vulgaris) y entre aislamientos de hospedantes diferentes (P. vulgaris - S. lycopersicum y A. sativum - N. caerulea). Se lograron obtener cinco GCM: GCM- I (No. 1 y 9), GCM-II (No. 5 y 6), GCM-III (No. 10 y 11), GCM-IV (No. 10 y 12) y GCM-V (No. 13 y 14).

Palabras clave: 

variabildad fenotípica; grupos compatibilidad micelial; esclerocios.

ABSTRACT

The objectives of the work were to culturally and physiologically characterize 15 isolates of Sclerotium sp. from beans (Phaseolus vulgaris L.), chickpea (Cicer arietinum L.), tomato (Solanum lycopersicum L.), taro [Colocasia esculenta (L.) Schott], garlic (Allium sativum L.), and ornamental plants [Neomarica caerulea (Ker Gawl.) Sprague and Hydrocotyle sp.], from Cuba and Brazil, under different lighting conditions and determine the presence of their Mycelial Compatibility Groups (GCM). For this, the inoculated Petri dishes containing Papa Dextrose Agar (PDA) culture medium were placed under three lighting regimes [constant darkness (OC), alternating light (LA), and constant light (LC)] at 28 ± 2°C. The mycelial growth diameter and the surface texture and color of the colonies were evaluated in each isolate, as well as the number, weight and diameter of sclerotia under each condition. Confrontation tests were used to determine the existence of GCM. The highest production of sclerotia was under LC, and the lowest under OC. Mycelial compatibility was observed between the colonies of isolates from the same host (No. 1 and 9 of C. arietinum and No. 5 and 6 of P. vulgaris) and between isolates from different hosts (P. vulgaris - S. lycopersicum and A. sativum - N. caerulea). Five GCM were obtained, GCM- I (No. 1 and 9), GCM-II (No. 5 and 6), GCM-III (No. 10 and 11), GCM-IV (No. 10 and 12), and GCM-V (No. 13 and 14).

Key words: 

phenotypic variability; mycelial compatibility group; sclerotia.


Sclerotium rolfsii Sacc. es un fitopatógeno habitante de los suelos, agente causal de grandes afectaciones como mal del talluelo (damping off), pudrición de la raíz, tallos, tubérculos y frutos en cultivos de importancia económica (1).

Las enfermedades ocasionadas por S. rolfsii son de difícil manejo, debido a que estos hongos producen esclerocios (fuente principal de inóculo) y cuyo control es poco efectivo con productos químicos. Su distribución es mundial, con mayor presencia en las regiones tropicales y subtropicales, donde ocurren temperaturas y humedad altas, seguidas de periodos de sequía (2), condiciones idóneas para el desarrollo del patógeno. Los esclerocios pueden ocasionar infección en un hospedante susceptible a temperaturas entre 25-30°C, mientras que las inferiores a 20ºC y superiores a 36ºC limitan el crecimiento de Sclerotium y, por consiguiente, la severidad de las enfermedades provocadas por él (3).

Hernández et al. (4) evaluaron 12 cultivares de frijol (Phaseolus vulgaris L.) en tres épocas de siembra, y encontraron que las pérdidas ocasionadas por S. rolfsii estuvieron por encima de 50 % en casi todos los indicadores del rendimiento.

En Brasil, Serra y Silva (5) notificaron que las pérdidas provocadas por este hongo en pimentón (Capsicum annuum L.) pueden alcanzar 100 % en el estado de Maranhão. En la región de Planalto Central, este patógeno afectó el 83,3 y 91,7 % de las plantas en garbanzo (Cicer arietinum L.) y lenteja (Lens culinaris Medikus), respectivamente (6).

La luz es uno de los factores principales que influye sobre el crecimiento y la producción de esclerocios de este hongo, lo que podría tener relación con la formación abundante de esclerocios en la superficie del suelo por parte de este fitopatógeno (7). Por otro lado, Punja (8) demostró que hay mejor desarrollo de este hongo en presencia de luz continua.

La clasificación de los aislados en Grupos de Compatibilidad Micelial (GCM) puede ser una importante herramienta para el análisis de poblaciones en hongos. Los aislamientos de S. rolfsii pueden presentar diferentes GCM en función de las interacciones miceliales entre los aislamientos. Los aislados de S. rolfsii, cuyas colonias durante el proceso de crecimiento vegetativo podían fusionarse, empiezan a considerarse compatibles y a asignarse a un mismo GCM. Las reacciones incompatibles se distinguen por la formación de un espacio libre de micelio en la zona de interacción entre los aislados y se forma una “zona de antagonismo” (9).

El presente trabajo tuvo como objetivos caracterizar cultural y fisiológicamente 15 aislamientos de Sclerotium sp. de Cuba y Brasil, bajo diferentes condiciones de iluminación, y determinar la presencia de los Grupos de Compatibilidad Micelial de los mismos.

Los experimentos se realizaron en el Laboratorio de Micología Vegetal (LMV) del Instituto de Ciencias Biológicas, Universidad de Brasilia (UnB), Brasil.

Para ello, se utilizaron 15 aislamientos de Sclerotium obtenidos de siete especies de diferentes hospedantes, con síntomas de pudrición del cuello y la raíz; 12 procedentes del cepario del LMV del Centro Nacional de Sanidad Agropecuaria (CENSA), San José de las Lajas, Mayabeque, Cuba y tres procedentes del LMV de la UnB (Tabla 1).

Tabla 1. 

Origen de los aislamientos de Sclerotium sp. procedentes de siete hospedantes de Cuba y Brasil / Origin of the isolates of Sclerotium sp. from seven plant hosts from Cuba and Brazil

No. de aisladosCultivos de origenPaís
1Cicer arietinum L. Cuba
2Colocasia esculenta (L.) Schott
3Colocasia esculenta (L.) Schott
4Phaseolus vulgaris L.
5Phaseolus vulgaris L.
6Phaseolus vulgaris L.
7Phaseolus vulgaris L.
8Solanum lycopersicum L.
9Cicer arietinum L.
10Solanum lycopersicum L.
11Solanum lycopersicum L.
12Solanum lycopersicum L.
13Allium sativum L. Brasil
14Neomarica caerulea (Ker Gawl.) Sprague
15Hydrocotyle sp.

Se realizó sobre la base de caracteres cualitativos y cuantitativos de las colonias de los aislamientos, expresados por estos en medio de cultivo PDA (Papa Dextrosa Agar) (Acumedia). Se utilizaron placas Petri (90 mm de Ø) que contenían medio PDA. Las mismas se inocularon, central e individualmente, con un disco micelial de 6 mm de Ø de cada aislamiento de Sclerotium, procedente de la periferia de colonias crecidas sobre PDA durante cinco días. Las placas, tres por aislado (réplicas), se sellaron con parafilm e incubaron a 28±2ºC, bajo tres regímenes diferentes de iluminación: Luz alterna (LA) (12 h de luz y 12 h de oscuridad), Oscuridad constante (OC, 0 h de luz) y Luz constante (LC, 24 h de luz), utilizando lámparas fluorescentes de 20 Watts (luminosidad/lámpara 75 µmol∙m−2∙s−1). Se midió el diámetro del crecimiento de la colonia de cada aislamiento de Sclerotium cada 24 horas, hasta el completamiento del área de la placa, con ayuda de una regla graduada. Según lo notificado por Hernández y Herrera (7), a los 21 días de incubación, se extrajeron los esclerocios maduros con ayuda de una pinza de disección para su cuantificación por réplica, según el régimen de iluminación.

Sobre la base del crecimiento lineal se calculó la velocidad de crecimiento al completar el área total de la placa, empleando la fórmula siguiente:

Donde:

V crec f

- Velocidad de crecimiento final al completar el área de la placa (en mm.h -1).

Dc

- Diámetro de las colonias (en mm)

T

- Tiempo, momento en que la colonia completara el área total de la placa (en h)

Se describió la textura superficial y el color. Se determinó el tiempo necesario para la formación de esclerocios de cada aislado en las diferentes variantes (OC, LA y LC), así como el número de esclerocios maduros producidos por placa, y el diámetro y peso promedio de 20 esclerocios. Se midió el diámetro de los esclerocios con un pie de rey digital; a los no redondos se les promedió el largo y ancho (7). El pesaje se realizó con una balanza electrónica (Mettler Toledo). Todo lo descrito se documentó mediante fotografías con una cámara SONY digital.

Se utilizó un diseño experimental completamente aleatorizado, con 45 tratamientos, representados por los 15 aislados y los tres regímenes de iluminación, con tres repeticiones. Los datos se sometieron a un Análisis de Varianza (ANOVA) bifactorial y las medias se compararon según la Dócima de Rangos Múltiples de Duncan (p≤0,05). Los aislamientos se clasificaron por el número de esclerocios en pocos, medianos y abundantes productores; se realizó la categorización probabilística con el paquete estadístico INFOSTAT Profesional v. 2.1. (10).

La compatibilidad micelial entre los aislamientos se determinó en placas Petri estériles de 90 mm de diámetro, que contenían 15 ml de medio de cultivo PDA. Un esclerocio de cada aislado se colocó en una placa en posición diametral al de otro aislado, a una separación del borde de las placas de 5 mm. La compatibilidad se realizó tomando en cuenta todas las combinaciones entre todos los aislamientos. Las placas se sellaron con parafilm e incubaron a 28±2ºC y oscuridad constante. Se realizaron tres réplicas por cada combinación. Cada 24 horas se observó el crecimiento de los aislados, y se evaluó macroscópicamente la presencia o no de la zona de aversión en la región de contacto entre los aislamientos (11).

Las colonias de los aislados de Sclerotium variaron en todos los caracteres evaluados. En los regímenes de LA y OC no existió variación en cuanto al crecimiento micelial y las colonias de todos los aislamientos completaron el área de la placa a las 72 horas. Las velocidades de crecimiento de todos los aislamientos de Sclerotium fueron mayores bajo estas dos condiciones de iluminación, con 1,25 mm/h. Estos resultados coinciden, en parte, con los notificados por Muthukumar y Venkatesh (12), ya que obtuvieron el menor crecimiento del hongo en OC, el que se diferenció significativamente del de LA.

Bajo LC, el 70 % de los aislados alcanzó esa misma velocidad (1,25 mm/h), el resto (aislado No. 5 de P. vulgaris, No. 12 de S. lycopersicum y No. 13 de A. sativum) mostró una velocidad inferior de 0,75mm/h. Estos resultados no se corresponden con los notificados por Punja (8), que plantea que el crecimiento y la producción de esclerocios se ven favorecidos más por la luz continua que en oscuridad.

Todas las colonias de los aislados evaluados mostraron una coloración blanquecina. Se detectó variabilidad en la textura de las mismas con diferencias entre los tres regímenes de iluminación; se observó micelio aéreo de crecimiento radial, abundante y compacto. Hubo diferencias entre las tres condiciones de iluminación en un mismo aislamiento de Sclerotium y entre todos los aislamientos bajo una misma de condición (Fig. 1).

Las colonias de los aislamientos de Sclerotium procedentes de C. arietinum (No. 1 y 9) evidenciaron variabilidad en la densidad micelial. En el aislado 1 se observó un incremento de la biomasa fúngica mientras mayor fue la exposición a la luz, y fue más abundante bajo LC. El aislado 9 no mostró variabilidad en el micelio bajo OC y LC; resultó más compacto en el centro con LA. [Fig. 1 - (1 y 9)]

Las colonias de los aislamientos originarios de C. esculenta (No. 2 y 3) mostraron variación en la textura del micelio. Estas fueron similares bajo LC, no así en OC y LA, donde presentaron micelio más escaso [Fig. 1 - (2 y 3)]. Entre las colonias de los aislamientos provenientes de P. vulgaris (No. 4, 5, 6 y 7) se observó una gran diferenciación en los regímenes de iluminación. Las colonias de los aislados 4 y 7, bajo LA y LC, mostraron una textura similar en presencia de luz. Los aislamientos 5 y 6 presentaron un crecimiento más abundante y compacto en el centro en OC y LA. [Fig. 1 - (4, 5, 6 y 7)]

Fig. 1. 

Colonias de los aislamientos de Sclerotium crecidos sobre PDA procedentes de diferentes hospedantes. A_OC (Oscuridad constante), B_LA (Luz alterna) y C_LC (Luz constante). (1 y 9) C. arietinum; (2 y 3) C. esculenta; (4, 5, 6 y 7) P. vulgaris; (8, 10, 11 y 12) S. lycopersicum; (13) A. sativum; (14) N. caerulea y (15) Hydrocotyle sp. / Colonies of the Sclerotium isolates from different hosts grown on PDA. A_OC (Constant Darkness), B_LA (Alternate Light) and C_LC (Constant Light). (1 and 9) C. arietinum; (2 and 3) C. esculenta; (4, 5, 6 and 7) P. vulgaris; (8, 10, 11 and 12) S. lycopersicum; (13) A. sativum; (14) N. caerulea and (15) Hydrocotyle sp.

En las colonias de Sclerotium aisladas de S. lycopersicum (No. 8, 10, 11 y 12), se observaron diferencias en su textura, según la condición. Bajo OC, todas las colonias fueron similares con el micelio compactado en el centro [Fig. 1 - (8, 10, 11 y 12)]. Los aislados 11 y 12 bajo LA mostraron texturas miceliales similares, con formación de un círculo concéntrico, y en LC con un incremento de la biomasa en el que se destaca el 12 [Fig. 1 - (11 y 12)]. Los aislados 8 y 10, bajo OC y LC presentaron crecimiento de sus colonias semejantes, no así en LA. [Fig. 1 - (8 y 10)]

El aislado obtenido a partir de A. sativum (No. 13) mostró colonias con diferenciación en los tres regímenes. Se observó un incremento de la biomasa fúngica mientras mayor fue la exposición a la luz; el micelio fue más compacto bajo la LC (Fig. 1 - 13). Entre los aislamientos de N. caerulea (No. 14) e Hydrocotyle (No. 15) se observaron diferencias en la textura de sus colonias. En todos los regímenes de iluminación, el aislado 14 mostró mayor formación de biomasa fúngica que el 15. Este último no tuvo diferencias en ninguno de estos. [Fig. 1 - (14 y 15)]

El análisis de las observaciones de las colonias de los aislados mostró que la textura micelial se favoreció bajo la condición de LC.

La coloración de los esclerocios durante su formación va de blanco a pardo claro, y a pardo oscuro cuando maduran. Estos resultados presentaron similitud con los de Hernández y Herrera (13). Este cambio en la tonalidad de los esclerocios podría deberse a la utilización o al agotamiento de los nutrientes (14).

En el momento de aparición de los esclerocios se observó variabilidad. Bajo LA, el 53 % de los aislados [P. vulgaris (No. 4), N. caerulea (No. 14), C. esculenta (No. 2), P. vulgaris (No. 3), S. lycopersicum (No. 8, 10 y 11) y A. sativum (No. 13)] comenzó a formar esclerocios a partir de las 72 h de incubación, hasta las 192 h. Los esclerocios maduraron en 48 h, independientemente del momento de su formación.

En OC, los esclerocios se observaron entre las 96-120 h en los aislados [C. esculenta (No. 2), S. lycopersicum (No. 12), A. sativum (No. 13) y N. caerulea (No. 14)], aunque hubo aislamientos como P. vulgaris (No. 5 y 6) que formaron esclerocios entre los 10 y 13 días de cultivo. La madurez de los esclerocios en la totalidad de los aislados ocurrió entre 48-72 h.

Bajo LC, en 40 % de los aislamientos [P. vulgaris (No. 4 y 6), C. esculenta (No. 8), C. arietinum (No. 9), S. lycopersicum (No. 11) y N. caerulea (No. 14)] aparecieron los esclerocios a partir de las 96 h; en el resto comenzaron a las 168 h. La maduración de los esclerocios duró 48 h. La condición de LA favoreció el momento de aparición de los esclerocios; sin embargo, los regímenes de iluminación no influyen en la maduración de los mismos.

Se observaron diferencias en la forma de los esclerocios producidos por todos los aislamientos en cada régimen de iluminación. Todos los aislados produjeron esclerocios esféricos, irregulares y ovoides; se observó con mayor prevalencia los esclerocios esféricos. Hubo diferencias altamente significativas entre los tres regímenes de luz y los aislamientos de Sclerotium. (Tabla 2)

Bajo LC se obtuvo la mayor formación de esclerocios con diferencias significativas con LA y OC (Tabla 2). Esto permite inferir que durante el día ocurre la mayor producción de las estructuras que le favorecen al patógeno sobrevivir y perdurar de una cosecha a otra, por lo que resulta ser la principal fuente de inóculo primario.

Estos resultados se corresponden con los obtenidos por Hernández y Herrera (7) y Punja (8), quienes informaron mayor producción de esclerocios bajo luz continua.

Además, los resultados son similares con los notificados por Serra y Silva (6), quienes obtuvieron mayor producción de esclerocios con varios aislados de S. rolfsii (SR3 y SR5), bajo la condición de luz continua.

El régimen de LC propició la mayor producción de esclerocios con diferencias significativas (LC-415,8C; LA-340,6B y OC-124,44A) con las condiciones de LA y OC.

Los aislamientos, sobre la base de la formación de esclerocios, se clasificaron en tres categorías: C1 poco (1- 173 esclerocios), C2 medio (4-429 esclerocios) y C3 alto (más de 430 esclerocios) productores. Los aislamientos se ubicaron equitativamente (cinco) en cada categoría, lo que representa 33,33 % del total de aislamientos. Maji et al. (1) consideraron los aislamientos de S. rolfsii (WBSR2, WBSR3, WBSR5, Mathurapur-I y Kakdwip) como altos productores con más de 400 esclerocios. Esto tiene importancia desde el punto de vista epifitiológico, pues es de esperar que los aislamientos con alta producción de esclerocios causen mayor afectación en los cultivos en siembras posteriores.

Tabla 2. 

Número de esclerocios producidos a los 21 días de incubación de los aislamientos en cada régimen de luz. / Number of sclerotia produced at 21 days of incubation of the isolates under each light regime

No. de aislados de Sclerotium Número de esclerocios producidos
Luz alternaOscuridad constanteLuz constanteClasificación*
1208,7 abcdef81,0 ab718,7 klC3
2440,0 fghij200,7 abcde406,0 efghiC2
3684,7 k53,7 ab334,3 cdefgC2
4223,0 abcdef162,0 abcd428,7 efghijC2
5130,3 abcd23,0 a111,7 abcC1
6111,0 abc62,7 ab227,7 abcdefC2
713,3 a74,0 ab45,3 abC1
8134,7 abcd54,7 ab269,7 bcdefC2
9226,7 abcdef98,3 abc647,7 jkC3
10530,3 ghijk81,3 ab687,7 kC3
11576,3 hijk152,0 abcd919,3 lmC3
12359,0 defgh63,0 ab76,0 abC1
13753,0 kl425,0 efghi172,7 abcdC1
14586,0 ijk265,0 bcdef1047 mC3
15132,0 abcd70,3ab144,7abcdC1
Esx24,0

*Respecto al total de esclerocios por aislamiento

Medias con letras diferentes difieren significativamente, según Duncan (p≤0,05).

Entre la masa de los esclerocios producidos por cada aislado hubo diferencias significativas (Tabla 3). El aislado 15 produjo esclerocios de mayor masa en los tres regímenes, con diferencias significativas con el resto de los aislamientos. De forma general, la diferencia entre la masa de los esclerocios en los tres regímenes de iluminación fue poca; no obstante, hubo diferencias estadísticas significativas (LA-0,26A; LC-0,28B y OC-0,29C). La mayor masa se obtuvo en la condición de OC.

Tabla 3. 

Masa de los esclerocios obtenidos a los 21 días de incubación de los aislamientos en cada régimen de luz. / Weight of sclerotia obtained at 21 days of incubation of the isolates under each light regime

No. de aislados de Sclerotium Masa de los esclerocios (mg)*
Luz alternaOscuridad constanteLuz constante
10,304 lm0,050 a0,272 ijk
20,146 cd0,259 ghi0,240 fgh
30,195 e0,048 a0,500 p
40,216 ef0,204 e0,219 ef
50,211 ef0,263 ghij0,144 bcd
60,236 fg0,282 ijklm0,213 ef
70,293 jklm0,288 ijklm0,277 ijkl
80,339 n0,598 q0,396 o
90,298 klm0,413 o0,197 e
100,222 ef0,498 p0,225 ef
110,196 e0,308 m0,153 cd
120,217 ef0,268 hijk0,157 d
130,125 bc0,160 d0,116 b
140,136 bcd0,116 b0,161 d
150,743 r0,611 q0,933 s
Esx0,0003

*Promedio de 20 esclerocios

Medias con letras diferentes difieren significativamente, según Duncan (p≤0,05).

Todos los aislamientos mostraron variabilidad en el diámetro de los esclerocios en los tres regímenes de iluminación. Bajo LA y OC se obtuvieron los esclerocios con mayor diámetro, sin diferencias significativas entre ambos regímenes. El aislado 15 produjo los esclerocios de mayor diámetro bajo LA y LC, con diferencias significativas con el resto de los aislamientos (Tabla 4). Esto difiere con lo mostrado por Hernández y Herrera (7), pues plantearon la no existencia de variaciones en el diámetro de los esclerocios producidos por los aislados de S. rolfsii provenientes de frijol.

Tabla 4. 

Diámetro de los esclerocios obtenidos a los 21 días de incubación de los aislamientos en cada régimen de luz. / Diameter of sclerotia obtained at 21 days of incubation of the isolates under each light regime

No. de aislados de Sclerotium Diámetro de los esclerocios (mm)
Luz alternaOscuridad constanteLuz constante
10,470 jk0,490 jk0,390 efgh
20,357 bcdefg0,403 fghi0,377 cdefgh
30,380 cdefgh0,480 jk0,453 ijk
40,387 defgh0,383 cdefgh0,347 abcdef
50,460 ijk0,377 cdefgh0,293 a
60,383 cdefgh0,387 defgh0,323 abc
70,510 kl0,403 fghi0,370 cdefg
80,413 ghi0,413 ghi0,340 abcde
90,410 ghi0,460 ijk0,347 abcdef
100,343 abcdef0,473 jk0,343 abcdef
110,340 abcde0,433 hij0,340 abcde
120,370 cdefg0,373cdefg0,327 abcd
130,293 a0,297 a0,303 ab
140,323 abc0,290 a0,323 abc
150,803 m0,490 jk0,550 l
Esx0,0009

Medias con letras diferentes difieren significativamente, según Duncan (p≤0,05).

Los resultados mostraron que existen diferencias entre los aislamientos estudiados. De los 15 aislados analizados, se evaluaron 105 combinaciones, de estas solo seis mostraron reacción compatible (5,7 %). Se observaron reacciones de compatibilidad, caracterizadas por superposiciones de las colonias entre aislamientos pertenecientes a un mismo hospedante, C. arietinum (No. 1-9) y P. vulgaris (No. 5-6), lo que puede ser indicativo de que cada par de aislado pertenezca al mismo GCM. [Fig. 2 (A y B)]

También se observó compatibilidad de las colonias entre aislamientos provenientes de hospedantes diferentes, P. vulgaris - S. lycopersicum (No. 4-11) y A. sativum - N. caerulea (No. 13-14); lo que indica que pertenecen al mismo GCM, y que a pesar de ser aislados de diferentes hospedantes comparten una misma zona de origen [Fig. 2 (B y D)]. Esto coincide con lo notificado por Kokub et al. (14), quienes informaron que las reacciones de compatibilidad / incompatibilidad micelial podrían utilizarse para distinguir aislados morfológicamente diferentes pertenecientes a la misma especie. No se observaron reacciones de compatibilidad entre aislados de diferentes localidades.

El mayor número de aislamientos (94,3 %) exhibió reacciones de incompatibilidad con la formación de una zona de aversión. Esta se caracterizó por la inhibición del crecimiento micelial y formación de esclerocios. Se observaron reacciones de incompatibilidad entre aislados pertenecientes a una misma especie, C. esculenta (No. 2-3), P. vulgaris (No. 4-5) y S. lycopersicum (No. 8-10) [Figura 2 (E, F y G)], lo que evidencia variabilidad entre estos aislamientos. Estos resultados coincidieron con los mostrados por Moreno y Acevedo (15).

Fig. 2. 

Interacción micelial entre aislamientos de Sclerotium en medio PDA. (I), reacciones de compatibilidad (mismo GCM): A, C. arietinum (1-9); B, P. vulgaris-S. lycopersicum (4-11); C, P. vulgaris (5-6); D, A. sativum-N. caerulea (13-14). (II), reacciones de incompatibilidad (diferentes GCM): E, C. esculenta (2-3); F, P. vulgaris (4-5); G, S. lycopersicum (8-10). (III), H, C. arietinum-P. vulgaris (1-5); I, C. esculenta-Hydrocotyle (2-15); J, P. vulgaris-Allium (4-13); K, C. esculenta-S. lycopersicum / Micelial interaction between Sclerotium isolates on PDA medium. (I), compatibility reactions (the same GCM): A, C. arietinum (1-9); B, P. vulgaris-S. lycopersicum (4-11); C, P. vulgaris (5-6); D, A. sativum-N. caerulea (13-14). (II), incompatibility reactions (different GCM): E, C. esculenta (2-3); F, P. vulgaris (4-5); G, S. lycopersicum (8-10). (III), H, C. arietinum-P. vulgaris (1-5); I, C. esculenta-Hydrocotyle (2-15); J, P. vulgaris-Allium (4-13); K, C. esculenta-S. lycopersicum

También se observaron reacciones de incompatibilidad entre aislamientos pertenecientes a especies de plantas diferentes [Fig. 2 (H, I, J y K)]. Se observó la producción de esclerocios en la zona de contacto entre ambos aislados. Se lograron obtener cinco Grupos de Compatibilidad Micelial, GCM- I (No. 1 y 9), GCM-II (No. 5 y 6), GCM-III (No. 4 y 11), GCM-IV (No. 10 y 12) y GCM-V (No. 13 y 14). En este estudio los cinco GCM, detectados de los 15 aislamientos, indican un nivel alto de diferenciación fenotípica. Punja y Grogan (11) identificaron 25 GCM a partir de 72 aislamientos de Sclerotium. Almeida et al. (16), detectaron 13 GCM entre 23 aislados de S. rolfsii colectados de diferentes hospedantes y regiones de Brasil.

Los resultados permitirán disponer de las características fisiológicas y de la prevalencia de los GCM presentes en cada país. Esto ayudará en el diseño de nuevas estrategias para el Manejo de este patógeno en campo, así como para contribuir a la reducción del inóculo en los suelos infestados y aumentar los niveles de producción de los cultivos afectados.

AGRADECIMIENTOS

Los autores desean agradecer al apoyo parcial del Ministerio de Educación de Brasil, Programa CAPES-MES CUBA DOCENTES, por la beca otorgada a la estudiante de posgrado Yanisia Duarte Leal en el marco del Proyecto de colaboración Cuba-Brasil.

 

REFERENCIAS

1. Maji A, Nath R, Singh D, Garain PK. Effect of variability and edaphological characteristics on growth of Sclerotium rolfsii (Sacc) causing collar rot disease of sunflower in coastal region of West Bengal, India. Legume Research An International Journal. 2018; 1-5pp doi: 10.18805/LR-3922.

2. Paz-Lima M, Lima M, Malafaia G, Ruaro L, Sales A, Cesar da Cunha P. Reação de suscetibilidade e distribuição espacial de Sclerotium rolfsii em genótipos de feijoeiro. Gl. Sci Technol. 2015; 8(1):122 - 130.

3. Ayed F, Jabnoun-Khiareddine H, Aydi Ben Abdallah R, Daami-Remadi M. Effect of Temperatures and Culture Media on Sclerotium rolfsii Mycelial Growth, Sclerotial Formation and Germination. J Plant Pathol Microbiol. 2018; 8(9): 446.

4. Hernández CA, Quintero E, Herrera L. Respuesta varietal y pérdidas causadas por el hongo Sclerotium rolfsii en frijol común en diferentes épocas de siembra. Centro Agrícola. 2012; 39(1): 75-78.

5. Serra RS, Silva GS. Caracterização Biológica e Fisiológica de isolados de Sclerotium rolfsii obtidos de Pimentão no Estado do Maranhão. Fitopatología Brasileira. 2005; 30(1):61-66.

6. Santos CC, Reis A, Lopes CA. Grão de bico e lentilha: duas novas hospedeiras fabáceas de Sclerotium rolfsii no Planalto Central do Brasil. Brasília, DF: Embrapa Hortaliças - (Boletim Pesquisa e Desenvolvimento / Embrapa Hortaliças, ISSN 1677-2229; 92). 2013; 5-14p.

7. Hernández CA, Herrera L. Influences of different illumination range on the development “in vitro” of Sclerotium rolfsii Sacc. Centro Agrícola. 2011; 38(3): 81-84.

8. Punja ZK. The biology, ecology and control of Sclerotium rolfsii Sacc. Ann. Rev. Phytopathol. 1985; 23:97- 127.

9. Ünal F, Askin A, Koca E, Yildirir M, Ümit M. Mycelial compatibility groups, pathogenic diversity and biological control of Sclerotium rolfsii on turfgrass. Journal of Biological Pest Control. 2019; 29:44.

10. Di Rienzo J, Balzarini M, González L, Tablada M, Guzmán W, Robledo C, et al. InfoStat Profesional versión 2.1. Universidad Nacional de Córdoba. Argentina. 2009. [Consultado: 24 de abril de 2020]; Disponible en: http://www.infostat.com.ar

11. Punja ZK, Grogan RG. Basidiocarp induction, nuclear condition, variability and heterokaryon incompatibility in Athelia (Sclerotium) rolfsii. Phytopathology. 1983; 73: 1273-1278.

12. Muthukumar A, Venkatesh A. Effect of light and aeration on the growth of Sclerotium rolfsii in vitro. African Journal of Biotechnology. 2013; 12(49) :6843-6846.

13. Hernández CA, Herrera L. Variabilidad cultural, morfológica y patogénica entre aislados de Sclerotium rolfsii Sacc. en diferentes caracteres. Centro Agrícola, 2014; 41(1): 39-45.

14. Kokub D, Azam F, Hassan A, Ansar M, Asad MJ, Khanum A. Comparative growth, morphological and molecular characterization of indigenous Sclerotium rolfsii strains isolated from different locations of Pakistan. Pak. J. Bot. 2007; 39(5): 1849-1866.

15. Moreno B, Acevedo R. Caracterización patogénica y estudio de los grupos de compatibilidad micelial en Sclerotium cepivorum Berk. Rev Iberoam Micol. 2002; 19: 115-119.

16. Almeida AMR, Abdelnoor RV, Calvo ES, Tessnman D, Yorinori JT. Genotype diversity among Brazilian isolate of Sclerotium rolfsii. Journal of Phytopathology. 2001; 149:493.

 

 

 

 

Los autores declaran que no existe conflicto de intereses

Yanisia Duarte Leal: Contribuyó en la búsqueda de información y en el diseño de la investigación. Participó en la ejecución de los experimentos y evaluación de los resultados. Participó en el análisis, y redacción final. Benedicto Martínez Coca: Participó en la búsqueda de información y en el diseño de la investigación. Realizó contribuciones importantes en el análisis e interpretación de los datos. Participó en la revisión crítica del artículo, y aprobación final. Adalberto C. Café Filho: Colaboró en el diseño de la investigación, y contribuyó al desarrollo de las investigaciones. Participó en la redacción del borrador del artículo y la revisión crítica de su contenido. Luiz Eduardo Bassay Blum: Participó en la ejecución de los experimentos. Colaboró en el análisis e interpretación de los datos. Participó en la redacción del borrador del artículo y la revisión crítica de su contenido.

Este es un artículo publicado en acceso abierto bajo una licencia Creative Commons

Enlaces refback

  • No hay ningún enlace refback.