Los plátanos y bananos (Musa spp.) tienen una elevada importancia a nivel mundial. Estos cultivos se encuentran entre los de mayor demanda y constituyen fuentes de alimento, empleos e ingresos económicos (11. Ramírez-Villalobos M, García E, Lindorf L. Análisis de patrones morfológicos y anatómicos en la embriogénesis somática del banano Williams (AAA). Rev. Colomb. Biotecnol. 2012; XIV (2): 41-52.). En Cuba, constituyen un reglón de elevada prioridad dentro de los programas alimentarios, debido a su capacidad de producir todos los meses del año, su elevado potencial productivo, los hábitos de consumo y la diversidad de usos (22. Martínez E, González M. Instructivo técnico del cultivo del plátano. Asociación Cubana de Técnicos Agrícolas y Forestales, Instituto de Investigaciones de Viandas Tropicales. Biblioteca ACTAF. 2da edición. 2008; 23 pp.). Sin embargo, sus producciones se afectan por plagas que dañan el follaje, el cormo y las raíces (33. Salazar J, Arroyave NA, Aristizábal M. Evaluación de métodos de manejo de nematodos fitoparásitos en plátano (Musa AAB) Dominico Hartón. Agronomía. 2012; 20(1): 51-63, ISSN 0568-3076.), en particular los hongos fitopatógenos y los nematodos fitoparásitos, agentes causales de enfermedades complejas (44. Pocasangre L, Schuster P, Sikora RA, Vilich V. Survey of banana endophytic fungi from Central America and screening for biological control of Radopholus similis. En: Blanke M., Pohlan J. (eds). ISHS Conference on Fruit Production in the Tropics and Subtropics. DE. Bonn. 2000; 283-289.). La propagación vegetativa a partir de rizomas o hijuelos infectados por estos, constituye una fuente para su diseminación en el campo (55. Marín D, Sutton T, Barker K. Diseminación del banano en Latinoamérica y el Caribe y su relación con la presencia de Radopholus similis. Manejo Integrado de Plagas y Agroecología. 2002; 66: 62-75.).
Actualmente, el uso de vitroplantas como material de plantación constituye una alternativa de protección al cultivo en plantaciones comerciales. Este método de propagación consta de cuatro fases y termina con la aclimatación de las vitroplantas provenientes del ambiente in vitro, a condiciones donde se desarrollarán para su cultivo, con el propósito de proporcionarle a la planta mejor adaptación al medioambiente externo antes de ser llevadas al campo (66. Scaranari C, Martins PA, Mazzafera P. Shading and periods of acclimatization of micropropagated banana plantlets cv. Grande Naine. Sci. Agric. 2009. 66: 331-337.). Resulta fundamental en esta etapa que las plantas formen un buen sistema radical, debido a que su desarrollo vegetativo y rendimiento en campo está determinada en gran medida por el crecimiento de raíces sanas y vigorosas (77. Blomme G, Swennen R, Tenkouano A, Turyagyenda FL, Soka G, Ortiz R. Comparative study of shoot and root development in micropropagated and sucker-derived banana and plantain (Musa spp.) plants. J. App Biosci. 2008; 8: 334-342.).
Sin embargo, estas vitroplantas se encuentran libres de microorganismos antagonistas asociados a su rizosfera, lo que las hace vulnerables al ataque de plagas. La incorporación de hongos endófitos que tengan actividad antagónica contra agentes nocivos, constituye una herramienta importante para la protección biológica de vitroplantas de plátanos y bananos utilizadas como material de plantación (44. Pocasangre L, Schuster P, Sikora RA, Vilich V. Survey of banana endophytic fungi from Central America and screening for biological control of Radopholus similis. En: Blanke M., Pohlan J. (eds). ISHS Conference on Fruit Production in the Tropics and Subtropics. DE. Bonn. 2000; 283-289.).
En este sentido, P. chlamydosporia se considera entre los microorganismos más promisorios por sus potencialidades como agente de control microbiano de nematodos y endófito promotor del crecimiento en cultivos de interés económico (88. Zavala-Gonzalez EA, Escudero N, Lopez-Moya F, Aranda-Martinez A, Exposito A, Ricaño-Rodríguez J, Naranjo-Ortiz MA, Ramírez-Lepe M, Lopez-Llorca LV. Some isolates of the nematophagous fungus Pochonia chlamydosporia promote root growth and reduce flowering time of tomato. Annals of Applied Biology. 2015; 166:472-483., 99. Dallemole-Giaretta R, Freitas LG, Lopes EA, Silva MCSM, Kasuya CM, Ferraz S. Pochonia chlamydosporia promotes the growth of tomato and lettuce plants. Acta Scientiarum Agronomy. 2015; 37:417-423.). Este hongo se destaca por su habilidad colonizadora de suelos, sustratos y rizosfera (1010. Manzanilla-López RH, Esteves I, Finetti SMM, Hirsch PR, Ward E, Devonshire J, et al. Pochonia chlamydosporia: Advances and Challenges to Improve its Performance as a Biological Control Agent of Sedentary Endo-parasitic Nematodes. Jour. Nematol. 2013; 45(1): 1-7). Posee un efecto inductor sobre el crecimiento y desarrollo de las plantas, mediante la modulación de respuestas bioquímicas y estructurales de la planta o la regulación de la expresión de genes implicados en la biosíntesis de fitohormonas (1111. Larriba E, Jaime MDLA, Nislow C, Martín NJ, López-Llorca LV. Endophytic colonization of barley (Hordeum vulgare) roots by the nematophagous fungus Pochonia chlamydosporia reveals plant growth promotion and a general defense and stress transcriptomic response. Journal of Plant Research. 2015; 128(4): 665-678, ISSN 0918-9440, 1618-0860, DOI: 10.1007/s10265-015-0731-x.). En algunos casos esta promoción de crecimiento resulta como consecuencia de la reducción de patógenos radicales y nematodos (1212. Maciá-Vicente JG, Jansson HB, Mendgen K, López-Llorca LV. Colonization of barley roots by endophytic fungi and their reduction of take-all caused by Gaeumannomyces graminis var. tritici. Canadian Journal of Microbiology. 2008; 54(8): 600-609, ISSN 0008-4166, 1480-3275, DOI: 10.1139/W08-047.). Asimismo, la habilidad de colonización endofítica que posee P. chlamydosporia puede conferirle a la planta una vía de escape frente a situaciones de estrés biótico o abiótico presentes en su hábitat natural (1313. Ceiro WG. Aportes a las bases científico-técnicas para el establecimiento de Pochonia chlamydosporia var. catenulata (Kamyschko ex Barron y Onions) Zare y Gams en el manejo de Meloidogyne spp. en Sistemas de Producción Protegidos de Hortaliza. [Tesis presentada en opción al grado científico de Doctor en Ciencias Agrícolas]. Universidad Central de Las Villas Marta Abreu, Cuba. 2015; pp.98.). Recientemente, este hongo se informó de forma natural en la rizosfera de banano (1414. Ciancio A, Colagiero M, Rosso Pentimone LC, López-Cepero J. A metagenomic study of banana nematode antagonists in Canary Islands. Symposium of chemical and integrated management of nematodes. 51th ONTA annual meeting, Costa Rica. Nematropica. 2019: 330-331.) y su capacidad para producir compuestos orgánicos volátiles con efecto repelente al picudo negro (Cosmopolites sordidus) (1515. Lozano-Soria A, Picciotti U, López-Moya F, López-Cepero J, Porcelli F, Lopez-Llorca LV. Volatile Organic Compounds from Entomopathogenic and Nematophagous Fungi, Repel Banana Black Weevil (Cosmopolites sordidus). Insects. 2020; 11(509), DOI: 10.3390/insects11080509.).
Estudios precedentes en Cuba demostraron la capacidad endofítica y la promoción del crecimiento de la cepa IMI SD 187 de P. chlamydosporia en vitroplantas de diferentes cultivares de plátanos y bananos, pues la aplicación de este hongo provocó un incremento significativo de los parámetros vegetativos del crecimiento de las vitroplantas, como consecuencia de la producción de mayor biomasa del sistema radical y foliar (1616. Hernández MA, Arévalo J, Marrero D, Hidalgo-Díaz L. Efecto de KlamiC® en la estimulación del crecimiento de vitroplantas de plátanos y bananos. Cultivos Tropicales. 2016; 37(4): 168-172, ISSN 1819-4087, 0258-5936, DOI: 10.13140/ RG.2.2.25696.69120.).
La actividad de este hongo en la rizosfera se potencia cuando se combina con otros productos compatibles (1717. Hidalgo-Díaz L, Kerry BR. Integration of biological control with other methods of nematode management. En: Ciancio A. y Mukerji K.G. (Eds). Integrated management and biocontrol of vegetable and grain crops nematode. 2008: 29-49.). Sin embargo, se desconoce el efecto de plaguicidas, que comúnmente se utilizan en cada sistema productivo con este agente de control biológico. Por estas razones, el estudio de la compatibilidad es uno de los factores más importantes a tener en cuenta antes de realizar propuestas que impliquen su aplicación combinada dentro de una estrategia de Manejo Integrado de Plagas (MIP), ya que estos insumos pueden afectar negativamente el establecimiento y la actividad del hongo.
Los resultados obtenidos por Ceiro et al. (1818. Ceiro WG, Arévalo J, Hidalgo-Díaz L. Efectos de plaguicidas y bioestimulantes vegetales sobre la germinación de clamidosporas y el desarrollo in vitro del hongo nematófago Pochonia chlamydosporia. Revista Iberoamericana de Micología. 2015; 32(4): 277-280.), in vitro, mostraron que el bioestimulante vegetal Biobras-16, el acaricida Rogor L 40 y los fungicidas Mancozeb PH 80, Domark 100 CE 10 y Galben PH 8 resultaron muy tóxicos para P. chlamydosporia (cepa IMI SD 187). Estos resultados sugieren que son necesarios otros estudios de compatibilidad con esta cepa, donde se evalúen plaguicidas y otros productos de uso frecuente en diversos sistemas agrícolas.
El objetivo del presente trabajo fue validar la aplicación de P. chlamydosporia cepa IMI SD 187 (i.a. del bionematicida KlamiC®) en la estrategia de manejo agronómico de vitroplantas de plátano (Musa paradisiaca L.) durante la fase de adaptación ex vitro.
Para evaluar la compatibilidad in vitro de los productos seleccionados con el hongo P. chlamydosporia (IMI SD 187) (i.a. del bionematicida KlamiC®), se utilizó el método de Clark et al. (1919. Clark RA, Casagrande RA, Wallace DB. Influence of pesticides on Beauveria bassiana, a pathogen of the Colorado potato beetle. Environ. Entomol. 1982; 11: 67-70.), mediante la incorporación de cada producto al medio de cultivo agarizado. Se utilizaron cinco productos usados para el manejo de plagas y la nutrición de las vitroplantas de plátano (en la fase IV) en Cuba (2020. Ministerio de la Agricultura (MINAG). Registro Central de Plaguicidas. Lista Oficial de Plaguicidas autorizados 2011-2012. República de Cuba. 2012: 421.). (Tabla 1)
Se utilizó el medio de cultivo Agar Papa y Dextrosa (PDA, BioCen). El medio se esterilizó en una autoclave durante 20 minutos a 121ºC. Posteriormente, se dejó enfriar hasta 37ºC y se le añadió cada producto de forma independiente, en cabina de flujo laminar, con ayuda de una pipeta automática, teniendo en cuenta las dosis recomendadas para su aplicación y autorizados en Cuba (2020. Ministerio de la Agricultura (MINAG). Registro Central de Plaguicidas. Lista Oficial de Plaguicidas autorizados 2011-2012. República de Cuba. 2012: 421.). A continuación, se añadieron a los medios de cultivos los antibióticos Tetraciclina, Cloranfenicol y Sulfato de estreptomicina, 50 mg.L-1 de cada uno. En cada placa Petri (Ø= 80 mm) se vertieron aproximadamente 20 ml. Cada producto constituyó un tratamiento y se realizó un control de PDA más los antibióticos, con cinco réplicas.
En el centro de cada placa se inoculó un disco de micelio (Ø= 5 mm) de la cepa IMI SD 187 de P. chlamydosporia a partir de la periferia de una colonia pura, de 15 días de crecida. Las placas se sellaron con Parafilm® y se incubaron durante 14 días a 25±1ºC en una incubadora (marca Friocell), momento en que se realizaron las evaluaciones.
Para conocer el efecto de los productos sobre el crecimiento de P. chlamydosporia se midió el diámetro de las colonias con una regla milimetrada. Con los valores obtenidos se calculó el área de las colonias a través de la fórmula A=π.r2, donde π=3,14 y r el radio de la colonia.
Para cuantificar la producción de clamidosporas se vertieron 5 ml de una solución de Tween-80 (0,05 %) encima del micelio y se arrastró cuidadosamente con la ayuda de una espátula de Drigalski esterilizada, hasta separar totalmente el micelio del agar. La suspensión obtenida se colectó en tubos de ensayo de 20 ml. Por último, se extrajo una alícuota (10 µl) de la suspensión para contabilizar las clamidosporas por colonia en una cámara de Neubauer, con el uso de un microscopio óptico (Zeiss) en 20X. Con los valores del conteo de clamidosporas se calculó la esporulación por colonia y se comparó con el tratamiento control.
La compatibilidad de los productos con el hongo se determinó a partir del cálculo de la toxicidad, mediante la fórmula propuesta por Alves et al. (2121. Alves SB, Moino JA, Almeida JEM. Productos fitosanitarios e entomopatógenos. Alves S.B. (ed.). Controle microbiano de insectos. 2 ed. Piracicaba: FEALQ. 1998: 217-238.):
Donde: T (toxicidad); CV (crecimiento del micelio en el tratamiento en relación al control, en %); ESP (producción de clamidosporas en relación al control, en %). Cada producto se clasificó de acuerdo a los valores siguientes: 0 - 30 = muy tóxico; 31 - 45 = tóxico; 46 - 60 = moderadamente tóxico; > 60 compatible.
Los datos del crecimiento micelial y producción de clamidosporas se procesaron mediante un análisis de varianza simple. Los valores promedios se compararon con la prueba de Tukey (p≤0,05), a través del paquete estadístico InfoStat versión 2017e (2222. Di Rienzo JA, Casanoves F, Balzarini MG, González L, Tablada M, Robledo CW. InfoStat versión 2017. Grupo InfoStat, FCA, Universidad Nacional de Córdova, Argentina. Disponible en: http://www.infostat.com.ar/ ).
El material vegetal consistió en vitroplantas del cultivar ‘CEMSA – ¾’ al concluir la fase III de enraizamiento in vitro, las cuales se clasificaron por calibre (grande, mediano o pequeño) en el momento en que pasaron a la fase IV de aclimatización o adaptación ex vitro. Los parámetros vegetativos iniciales de las vitroplantas de calibre grande fueron de 5,51 cm en la altura de la planta y 2,8 mm de diámetro del pseudotallo; en el calibre mediano, 3,90 cm en la altura de la planta y 2,5 mm de diámetro del pseudotallo; en el calibre pequeño 2,34 cm en la altura de la planta y 2,4 mm de diámetro del pseudotallo. Todas las plantas tenían entre 2 y 3 hojas activas y más de tres raíces.
El experimento se realizó (tres réplicas por tratamiento) en bandejas de polipropileno endurecido de 47 x 69 cm con 70 alvéolos pequeños de 5 x 5 x 5 cm. En cada alvéolo contentivo de 65 g de sustrato conformado por suelo Ferralítico Rojo lixiviado (Nitisol Ródico Eútrico) y cachaza, en una relación 1:3 v/v, se trasplantó una planta. La cachaza provino del Complejo Agroindustrial “Boris Luis Santa Coloma”, municipio Madruga.
Las vitroplantas se trasplantaron a las bandejas de polipropileno endurecido, de acuerdo al calibre. Se establecieron cuatro tratamientos por cada calibre y un control absoluto, con tres repeticiones (tres bandejas de 70 alvéolos cada una) por tratamiento (Tabla 2). Las bandejas se colocaron en el área de aclimatización según un diseño experimental de bloques al azar.
DDT: Días después del trasplante
Para la obtención de la suspensión de esporas de P. chlamydosporia (IMI SD 187), se pesaron 15,6 g de KlamiC® por litro de agua y se agitó manualmente durante un minuto para desprender las clamidosporas del sustrato. Posteriormente, se filtró y se vertió dentro de una mochila asperjadora de 16 L. Se realizaron aplicaciones de la suspensión de clamidosporas, al drench, a los 3 y 20 días después del trasplante (DDT), donde a cada vitroplanta se le aplicó 6 ml, equivalentes a 5,6 x 105 clamidosporas.vitroplanta-1 (1616. Hernández MA, Arévalo J, Marrero D, Hidalgo-Díaz L. Efecto de KlamiC® en la estimulación del crecimiento de vitroplantas de plátanos y bananos. Cultivos Tropicales. 2016; 37(4): 168-172, ISSN 1819-4087, 0258-5936, DOI: 10.13140/ RG.2.2.25696.69120.).
La estrategia de manejo agronómico aplicada a las vitroplantas durante la fase IV de aclimatización consistió en la aplicación de: Urea, Fitomas E, Cuproflow, Bayfolan y Dimetoato en las dosis descritas en el ensayo anterior y recomendadas en el país (2021. Alves SB, Moino JA, Almeida JEM. Productos fitosanitarios e entomopatógenos. Alves S.B. (ed.). Controle microbiano de insectos. 2 ed. Piracicaba: FEALQ. 1998: 217-238.), con aplicaciones semanales. De forma que se aplicaron en semanas alternas: los plaguicidas Cuproflow y Dimetoato (2 aplicaciones) mediante aspersión al follaje; los fertilizantes Urea y Bayfolan (1 sola aplicación) y dos aplicaciones de FitoMas E. Durante el tiempo del experimento, se realizaron las atenciones culturales y se observó el estado fitosanitario de las plantas.
La adaptación de las vitroplantas para alcanzar la fase IV de aclimatización o adaptación ex vitro se realizó en condiciones de producción en la Biofábrica de la Unidad Empresarial de Semillas Mayabeque, en umbráculo semiprotegido en la cubierta y paredes, con mallas de sombreo de color negro con 70 % de la intensidad luminosa. En su mantenimiento, se aplicaron dos riegos aéreos por día, a través de un sistema de microaspersores para mantener 80 % de la capacidad de campo en el sustrato y humedad relativa ambiental entre 85-95 %.
A los 30 días (DDT) se evaluó la colonización de P. chlamydosporia en el sustrato y las raíces (UFC.g-1), mediante el método de diluciones seriadas y siembra en medio semiselectivo y el conteo del número de UFC a partir de un gramo de cada muestra (2323. Kerry BR, Bourne JM. A Manual for Research on Verticillium chlamydosporium: A Potential Biological Control Agent for Root-Knot Nematodes Ed. International Organization for Biological Control of Noxious Animals and Plants, West Palaearctic Regional Section. 2002; 84 p. ISBN 92-9067-138-2, OCLC: 52572472.).
Se evaluaron los parámetros del crecimiento vegetativo de 30 vitroplantas al azar, de cada bandeja correspondiente a cada tratamiento, en cada uno de los calibres diferenciados inicialmente, teniendo en cuenta la longitud de la planta (cm) con una regla milimetrada, diámetro del pseudotallo (mm) con pie de rey, número de hojas activas, masa fresca foliar (g) y masa fresca radical (g) en una balanza analítica (Sartorius), según describieron Hernández et al. (1616. Hernández MA, Arévalo J, Marrero D, Hidalgo-Díaz L. Efecto de KlamiC® en la estimulación del crecimiento de vitroplantas de plátanos y bananos. Cultivos Tropicales. 2016; 37(4): 168-172, ISSN 1819-4087, 0258-5936, DOI: 10.13140/ RG.2.2.25696.69120.). Adicionalmente se calculó el incremento con relación al testigo de cada uno de los tratamientos en todas las variables (excepto en el número de hojas activas), mediante la fórmula:
Donde,
- medida del tratamiento en la variable
- medida del testigo absoluto
Se utilizó un diseño experimental de Bloques al azar. Los datos de cada variable se trataron mediante un análisis de varianza simple. El nivel de significación usado fue P≤ 0,05. Se realizó la comparación de medias mediante la prueba DUNCAN, con el uso del paquete estadístico InfoStat versión 2017 (2222. Di Rienzo JA, Casanoves F, Balzarini MG, González L, Tablada M, Robledo CW. InfoStat versión 2017. Grupo InfoStat, FCA, Universidad Nacional de Córdova, Argentina. Disponible en: http://www.infostat.com.ar/ ).
Se produjeron diferencias significativas (p≤0,05) entre los tratamientos. El crecimiento fúngico se incrementó 101 % con Bayfolan forte comparado con el Control; solo el Cuproflow ocasionó desarrollo micelial inferior al 50 %. La producción de clamidosporas se estimuló con Bayfolan, Urea y FitoMas E en comparación con el Control; Cuproflow produjo clamidosporas en cantidad inferior al 4 %. Según los criterios de Alves et al. (2121. Alves SB, Moino JA, Almeida JEM. Productos fitosanitarios e entomopatógenos. Alves S.B. (ed.). Controle microbiano de insectos. 2 ed. Piracicaba: FEALQ. 1998: 217-238.), Bayfolan, FitoMas E, Urea, Dimetoato resultaron compatibles con el hongo, y Cuproflow muy tóxico. (Tabla 3)
Ø: diámetro, CV: crecimiento micelial, Esp: esporulación, T: valor calculado de toxicidad, Compt: compatibilidad, Mtx: muy tóxico, C: compatible. Letras distintas en las columnas indican diferencias significativas (p≤0,05)
El Cuproflow se consideró muy tóxico para la cepa IMI SD 187, lo que sugiere cambiarlo por otros fungicidas compatibles con P. chlamydosporia como Benomilo y Zineb (1818. Ceiro WG, Arévalo J, Hidalgo-Díaz L. Efectos de plaguicidas y bioestimulantes vegetales sobre la germinación de clamidosporas y el desarrollo in vitro del hongo nematófago Pochonia chlamydosporia. Revista Iberoamericana de Micología. 2015; 32(4): 277-280.), según los agentes nocivos presentes, o la aplicación de otras medidas menos agresivas, como el uso de productos biológicos, entre ellos plaguicidas de origen botánico y el hongo antagonista Trichoderma asperellum cepa Ta. 13 (producto comercial SevetriC) (2424. Puertas AL, de la Noval B, Martínez B, Miranda I, Fernández F, Hidalgo-Díaz L. Interacción de Pochonia chlamydosporia var. catenulata con Rhizobium sp., Trichoderma harzianum y Glomus clarum en el control de Meloidogyne incognita. Rev. Protección Veg. 2006; 21(2): 80-89.). El resto de los productos pueden utilizarse de forma segura en el manejo integrado de plagas donde se aplique este hongo.
La colonización de P. chlamydosporia en las raíces de las vitroplantas en el cultivar ‘CEMSA – ¾’ no mostró diferencias significativas entre los tratamientos de un mismo calibre, cuando se aplicó independiente o combinado con los productos. El hongo fue capaz de colonizar las raíces en presencia de los productos aplicados a las vitroplantas (T3) con valores entre 1,76 - 5,37x103 UFC.g-1 de raíz. Cabe señalar que, la mayor colonización se expresó en las vitroplantas de calibre pequeño. (Figura 1)
A los 30 días, se apreció entre 92 y 94 % de supervivencia de las plantas, sin diferencias de los tratamientos con respecto al control, lo cual se considera adecuado según lo planteado por Scaranari (66. Scaranari C, Martins PA, Mazzafera P. Shading and periods of acclimatization of micropropagated banana plantlets cv. Grande Naine. Sci. Agric. 2009. 66: 331-337.), que tuvo más de un 90 % de supervivencia en vitroplantas de banano del cultivar ‘Gran Enano’.
El número de hojas activas estuvo entre 3-5 hojas en las vitroplantas de diferente calibre, sin diferencias significativas entre los tratamientos donde se aplicó el hongo y los productos, de forma independiente o combinados, dentro de la estrategia de manejo agronómico.
En las variables del crecimiento de las vitroplantas a los 30 días en fase de aclimatización, los mayores valores se observaron en el tratamiento T2, con la aplicación del hongo de forma independiente (a los 3 y 20 DDT), donde hubo una estimulación significativa, en comparación con las vitroplantas del control absoluto, del diámetro del pseudotallo en las vitroplantas de los tres tipos de calibre y de la longitud foliar de las vitroplantas de calibre mediano y grande. Se destaca, además, que la aplicación de KlamiC® a las plantas combinado con la estrategia de manejo agronómico (T3), de manera general, logró valores superiores a los tratamientos a los que se les aplicó la estrategia de manejo agronómico sin KlamiC® (T4), aunque sin diferencias significativas. (Tabla 4)
Tratam: Tratamientos; DPt: diámetro del pseudotallo; LF: longitud foliar (altura de la planta); LR: longitud de la raíz; ES: error estándar; CV: coeficiente de variación. Medias con letras distintas en la misma columna indican diferencias significativas (p≤0,05)
En los porcentajes de incremento de estos parámetros en relación a las vitroplantas del control absoluto, independientemente de los tratamientos, los mayores incrementos se obtuvieron en las vitroplantas de calibre pequeño, con un aumento significativo en la longitud foliar en los tratamientos donde se aplicó KlamiC® solo (T2) y combinado con la estrategia de manejo agronómico (T3), en 24 y 39 % respectivamente. La longitud de la raíz de las vitroplantas de todos los calibres, tuvo un incremento en todos los tratamientos entre 12 a 28 % respecto al control absoluto. Se destaca el tratamiento T2, con KlamiC®, que incrementó el diámetro del pseudotallo (5-19 %), la longitud de raíz (15-28 %) y la longitud foliar (10-24 %) en las vitroplantas de los tres calibres. (Figura 2)
Respecto a las masas fresca foliar y radical de las vitroplantas de plátano ‘CEMSA – ¾’ de calibre pequeño a los 30 días, se observó que el tratamiento con KlamiC® y la estrategia de manejo agronómico (T3) logró los mayores valores, con diferencias significativas al resto de los tratamientos. Mientras que, en las vitroplantas de calibre mediano, los mayores valores se obtuvieron en el tratamiento T2 con dos aplicaciones KlamiC®, aunque sin diferencias significativas en la masa fresca foliar respecto a los tratamientos T1 (control) y T3. En las vitroplantas de calibre grande, los mayores valores de la masa fresca foliar se correspondieron con el tratamiento de KlamiC® con dos aplicaciones (T2); no hubo diferencias significativas entre los tratamientos respecto a la masa fresca radical. (Tabla 5)
MFF: masa fresca foliar; MFR: masa fresca de la raíz más el cormo; ES: error estándar; CV: coeficiente de variación. Medias con letras distintas en la misma columna, indican diferencias significativas (p≤0,05)
El porcentaje de incremento de estos parámetros logró los mayores valores para las vitroplantas de plátano de calibre pequeño donde se destacaron los tratamientos T2 y T3 (KlamiC® independiente y KlamiC® + la estrategia de manejo agronómico), correspondiéndose con los resultados anteriores. El tratamiento T2 con dos aplicaciones de KlamiC® (3 y 20 DDT) logró incrementos en la masa fresca foliar y radical respecto al control absoluto, en vitroplantas de los tres tipos de calibre, a diferencia de los otros tratamientos que tuvieron una respuesta variable en vitroplantas de calibre mediano y grande. (Figura 3)
Los resultados obtenidos en la estimulación de diferentes parámetros del crecimiento de las vitroplantas de plátano cultivar ‘CEMSA – ¾’, inoculadas con la cepa IMI SD 187, coinciden con resultados anteriores informados por Hernández et al. (1616. Hernández MA, Arévalo J, Marrero D, Hidalgo-Díaz L. Efecto de KlamiC® en la estimulación del crecimiento de vitroplantas de plátanos y bananos. Cultivos Tropicales. 2016; 37(4): 168-172, ISSN 1819-4087, 0258-5936, DOI: 10.13140/ RG.2.2.25696.69120.) en vitroplantas de diferentes cultivares de plátanos y bananos. Otros autores informaron la acción bioestimulante de esta cepa en plantas de tomate y banano, lo que puede estar relacionado con su habilidad de colonización endofítica y la capacidad para inducir la biosíntesis de fitohormonas como el ácido indolacético (AIA) o incrementar la captación de nutrientes mediante la producción de fosfatasas y ácidos orgánicos (88. Zavala-Gonzalez EA, Escudero N, Lopez-Moya F, Aranda-Martinez A, Exposito A, Ricaño-Rodríguez J, Naranjo-Ortiz MA, Ramírez-Lepe M, Lopez-Llorca LV. Some isolates of the nematophagous fungus Pochonia chlamydosporia promote root growth and reduce flowering time of tomato. Annals of Applied Biology. 2015; 166:472-483., 2525. Gouveia AS, Monteiro TSA, Valadares SV, Sufiated BL, de Freitas LG, Ramosa HJO, et al. Understanding How Pochonia chlamydosporia Increases Phosphorus Availability. Geomicrobiology Journal. 2019; 36(8): 747-751, DOI: 10.1080/01490451.2019.1616857.).
El tratamiento fitosanitario a las vitroplantas con los agroquímicos evaluados no afectó significativamente la colonización de P. chlamydosporia (IMI SD 187) en las raíces de las vitroplantas de plátano cultivar ‘CEMSA – ¾’ durante la etapa de aclimatización. La aplicación de KlamiC® a los 3 y 20 DDT, logró una adecuada colonización, similar a los resultados de Hernández et al. (1616. Hernández MA, Arévalo J, Marrero D, Hidalgo-Díaz L. Efecto de KlamiC® en la estimulación del crecimiento de vitroplantas de plátanos y bananos. Cultivos Tropicales. 2016; 37(4): 168-172, ISSN 1819-4087, 0258-5936, DOI: 10.13140/ RG.2.2.25696.69120.). Es importante tener en cuenta los resultados de la compatibilidad in vitro, donde Cuproflow resultó muy tóxico a P. chlamydosporia, cuando se expuso directamente a este producto, lo que sugiere que ambos productos no deberían estar en contacto directo; sin embargo, cuando se aplicó por aspersión al follaje de las vitroplantas dentro del programa de aplicaciones realizado en el segundo ensayo, el hongo no fue afectado significativamente.
La aplicación de P. chlamydosporia (IMI SD 187) y productos agroquímicos, como parte de la estrategia de manejo agronómico durante la aclimatización de las vitroplantas de plátano, puede incrementar la eficiencia al combinarlos. Esto coincide con lo indicado por Hidalgo-Díaz y Kerry (1717. Hidalgo-Díaz L, Kerry BR. Integration of biological control with other methods of nematode management. En: Ciancio A. y Mukerji K.G. (Eds). Integrated management and biocontrol of vegetable and grain crops nematode. 2008: 29-49.). De esta forma, la incorporación de hongos agentes de control biológico endófitos al sistema radical de las vitroplantas pudiera disminuir las dosis de partículas de síntesis química, lo que favorece la preservación de los enemigos naturales de las plagas y minimizan el impacto en el medio ambiente (2626. Ambethgar V. Potential of entomopathogenic fungi in insecticide resistance management (IRM): A review. Journal of Biopesticides. 2009; 2: 177-193.) y, a la vez, puede contribuir a la protección temprana del material de siembra (2727. Barbosa RT, Monteiro TSA, Coutinho RR, Silva JG, Freitas LG. Pochonia chlamydosporia no controle do nematoide de galhas em bananeira. Nematropica. 2019; 49: 99-106.).
De forma general, los resultados demuestran la capacidad de la cepa IMI SD 187 de P. chlamydosporia para desarrollarse bajo el efecto de ciertos productos de origen natural y químico durante la adaptación de vitroplantas de plátano. La habilidad de esta cepa de asociarse a las raíces de las vitroplantas y beneficiar su desarrollo, fundamentalmente en las vitroplantas de calibre pequeño, tiene una ventaja práctica al posibilitar una mayor calidad y uniformidad del material de plantación y, por otra parte, facilita la protección de las plantas frente a nematodos. Estas condiciones hacen a este hongo un buen candidato para el biomanejo de nematodos en cultivos de plátanos.