Trichoderma asperellum Samuels, Lieckfeldt & Nirenberg como estimulante del crecimiento de Solanum lycopersicum (L.)

INTRODUCCIÓN

El tomate (Solanum lycopersicum L.) es la hortaliza que más se consume en el mundo. Su demanda y, por lo tanto, su cultivo, producción y comercio han crecido considerablemente en las últimas décadas (11. FIRA-Panorama Agroalimentario. Dirección de investigación y Evaluación Económica y Sectorial. Tomate Rojo. 2019; 1-25.); ha superado casi los 70 millones de toneladas.

El tomate ocupa el décimo primer lugar de especies más producidas a nivel mundial (22. FAOSTAT. Crops [Internet]. 2016 Disponible en: http://www.fao.org/faostat/en/#data/QC.,33. Coyago Cruz E del R. Estudio sobre el contenido en carotenoides y compuestos fenólicos de tomates y flores en el contexto de la alimentación funcional. [Tesis en opción al grado de Doctor en Ciencias]. Universidad de Sevilla. Departamento de Ciencias Agroforestales. Disponible en: https://hdl.handle.net/11441/77389. 238p.), con casi cinco millones de hectáreas cultivadas. En Cuba, el cultivo del tomate ocupa alrededor de 50 % del área total dedicada a la producción de hortalizas, con una superficie anual de más de 20 000 hectáreas y un rendimiento que oscila alrededor de los 750 000 t. ha^-1 (44. Alfonso Terry E, Falcón Rodríguez A, Ruiz Padrón J, Carrillo Sosa Y, Morales Morales H. Respuesta agronómica del cultivo de tomate al bioproducto QuitoMax®. Cultivos Tropicales. 2017; 38(1):147-54.). Es una de las hortalizas de más alto nivel de consumo, fresco o procesado, y de preferencia por la población cubana (55. Álvarez M, Moya C, Florido Marilyn, Plana Dagmara. Resultados de la mejora genética del tomate (Lycopersicon esculentum Mill) y su incidencia en la producción hortícola de Cuba. Cultivos Tropicales. 2003; 24(2):63-70.). Por su valor nutritivo particular (licopeno, betacaroteno, flavonoides, vitamina C y derivados del ácido hidroxicinámico), se considera un alimento protector (66. Dell’Amico-Rodríguez JM, Guillama R, González MC. Respuesta de cinco líneas de tomate Solanum lycopersicum L. cultivadas en dos variantes de riego, en condiciones de campo. Cultivos Tropicales. 2018; 39(4):78-85.).

Como en otros cultivos, sus rendimientos se ven afectados por factores bióticos (plagas y enfermedades) y abióticos (radiación solar, temperaturas y humedad relativa alta) (77. Marcelis M, Leo F, Hoffman L. Effect of temperature on the growth of individual cucumber fruits. Physiologia Plantarum. 2006; 87:321-328.,88. Álvaro J, Urrestarazu M. Incidencia de los factores abióticos en la producción del tomate en invernadero. Manejo de cultivos. Universidad de Almería. Revista Agropecuaria. 2011; 939:270-273.), los que provocan una disminución considerable en las cosechas (99. Hernández Pérez V. Respuesta de tomate a condicionantes abióticos y mitigación de su efecto mediante estrategias agronómicas. Universidad Politécnica de Cartagena. Programa de Doctorado Técnicas Avanzadas en Investigación y Desarrollo Agrario y Alimentario. 2017.). Año tras año, mundialmente las enfermedades causadas por hongos fitopatógenos constituyen una limitante para la producción de tomate, cuando no se utilizan cultivares resistentes a varias de ellas (1010. Gómez JR, Hernández FLM, Cossio VLE, López AJG, Sánchez LR. Enfermedades fungosas y bacterianas del cultivo de tomate en el estado de Nayarit. Centro de Investigación Regional del Pacífico Centro Campo Experimental Santiago Ixcuintla Santiago Ixcuintla, Nayarit. Folleto Técnico. 2011; 19. ISBN: 978-607-425-720-5.). En ataques severos, gran parte de la superficie foliar queda inutilizada, imposibilitándole a la planta realizar la fotosíntesis, lo que se traduce en un descenso en el rendimiento y en la calidad del fruto (1111. Blanco Acosta AG. Efecto de Trichoderma spp. sobre algunos parámetros fisiológicos en Solanum lycopersicum L. bajo condiciones de vivero. [Tesis especial de grado]. Universidad de Carabobo. Facultad Experimental de Ciencias y Tecnología. Departamento de Biología. 2017. ).

En la actualidad, el control de las enfermedades en tomate se basa fundamentalmente en aplicaciones de plaguicidas químicos (dosis y frecuencias elevadas), a pesar de lo costoso y perjudicial que es para el medio ambiente y la salud humana; además de provocar resistencia en los microorganismos. Debido a ello, se necesita la búsqueda e introducción de nuevas alternativas de manejo como el uso de organismos benéficos. En este sentido, las especies del género Trichoderma se encuentran dentro de las más estudiadas, debido a su elevada capacidad reproductiva, rápida esporulación, amplia plasticidad ecológica y diferentes mecanismos de acción directa (competencia por sustrato o espacio, antibiosis y el micoparasitismo) e indirecta (proporciona al cultivo mejor crecimiento y adaptabilidad a los estreses) (1212. Martínez-Coca B, Infante D, Caraballo W, Duarte-Lea Y, Echevarría-Hernández A. Antagonismo de cepas de Trichoderma asperellum Samuels, Lieckfeldt & Nirenberg frente a aislamientos de Fusarium spp. procedentes de garbanzo. Rev Protección Veg. 2018; 33(2):1-13.,1313. Shoresh M, Harman GE, Mastouri F. Induced systemic resistance and plant responses to fungal biocontrol agents. Annual review of Phytopathology. 2010; 48:21-43.,1414. Amerio NS, Castrillo ML, Bich GA, Zapata P, Villalba LL. Trichoderma en la Argentina: Estado del arte. Ecología Austral. 2020; 30:113-124.).

El laboratorio de Micología Vegetal del Centro Nacional de Sanidad Agropecuaria (CENSA) dispone de un grupo de cepas de Trichoderma asperellum Samuels, Lieckfeldt & Nirenberg, identificadas y caracterizadas morfofisiológica, patogénica y molecularmente, que se destacan por su acción biorreguladora sobre una amplia gama de agentes causales de enfermedades en diferentes cultivos de interés económico (1515. Infante D, Martínez B, Peteira B, Reyes Y, Herrera A. Molecular identification of thirteen isolates of Trichoderma spp. and evaluation of their pathogenicity towards Rhizoctonia solani Kühn. Biotecnología Aplicada. 2013; 30:23-28.,1616. Infante D, Reyes Y, Peteira B, Martínez B. Variabilidad fisiológica y patogénica de cepas de Trichoderma asperellum Samuels, Lieckfeldt & Nirenberg. Métodos en Ecología y Sistemática. 2015; 10(3):41-52.,1717. Duarte Leal Y, Infante Martínez D, Martínez Coca B. Biocontrol of Trichoderma spp. strains against Fusarium spp. isolates from beans (Phaseolus vulgaris L.). Rev Protección Veg. 2021; 36(2):1-5.,1818. Cruz-Triana A, Rivero-González D, Infante-Martínez D, Echevarría Hernández A, Martínez-Coca B. Manejo de hongos fitopatógenos en Phaseolus vulgaris L. con la aplicación de Trichoderma asperellum Samuels, Lieckfeldt & Nirenberg. Rev Protección Veg. 2018; 33(3):1-7.). Sin embargo, se desconoce su acción como endófitas y capacidad estimulante del desarrollo y crecimiento vegetativo en el tomate.

El presente trabajo tuvo como objetivo evaluar el efecto endófito y estimulante de cepas seleccionadas de T. asperellum en tomate, en condiciones semicontroladas.

MATERIALES Y MÉTODOS

El experimento se realizó en una casa de vegetación del CENSA (22°59'29.1"N 82°09'12.3"W), con temperatura aproximada de 25±2ºC, humedad relativa entre el 80-85 % y fotoperiodo natural.

Para el experimento se utilizaron macetas (1 Kg) que contenían 400 g de suelo (ferralítico rojo típico) y abono orgánico en proporción 3:1 (v/v), esterilizados previamente en autoclave a 120ºC durante 30 min, dos veces en un intervalo de 24 horas.

Las condiciones de conservación fueron las siguientes: las cepas Ta. 13, Ta. 78, Ta. 85 y Ta. 90 de T. asperellum (Laboratorio de Micología Vegetal, CENSA) se sembraron previamente en placas Petri (Ø = 90 mm) contentivas de Agar Malta (AM) (BioCen) y se incubaron a temperatura de 28°C±2°C y oscuridad.

Los inóculos (suspensiones conidiales) se prepararon bajo condiciones asépticas, a partir de colonias desarrolladas de las cepas de T. asperellum, con cinco días de crecimiento en placas Petri contentivas de medio PDA (BioCen) e incubadas a 28±2ºC y oscuridad. A cada colonia, de forma individual, se le adicionaron 10 mL de agua destilada estéril y con una espátula metálica se desprendió el micelio para obtener una suspensión de conidios. Las suspensiones se homogeneizaron en agitador Vortex durante un minuto y se ajustaron a una concentración de 10⁵ y 10⁷ conidios. mL^-1. Para la siembra, se utilizaron semillas de S. lycopersicum (cv. Amalia), donadas gentilmente por el Instituto Nacional de Ciencias Agrícolas (INCA), sin tratamiento con productos biológicos o químicos, con 100 % de germinación, las cuales se sembraron individualmente en macetas previamente inoculadas con 10 mL de las suspensiones conidiales del agente biológico.

Se evaluaron dos momentos de aplicación: en el primero, las semillas de tomate se sembraron al unísono de la inoculación al suelo con las suspensiones conidiales del hongo; en el segundo, la siembra de las semillas se realizó siete días después de la inoculación de T. asperellum. Como controles, se utilizaron macetas no inoculadas con el hongo a las que se les adicionaron 10 mL de agua destilada estéril. Se prepararon tres réplicas y tres repeticiones, para cada momento de evaluación, usando un diseño experimental completamente aleatorizado. Durante el experimento, las plantas se regaron diariamente con 20 mL de agua potable.

Transcurridos 15 y 30 días posteriores a la brotación de cada momento de siembra, las plantas se retiraron de las macetas y se les midieron los siguientes indicadores:

Longitud del tallo (cm): se utilizó una cinta métrica de 0,10 mm de precisión.

Diámetro del tallo (cm): se midió en la base del mismo, utilizando un Pie de Rey mecánico y metálico con precisión 0,10 mm.

Número de hojas y raíces: por observación.

Masa fresca (total, aérea y radical) (g): las plantas enteras, y posteriormente separadas en sus partes aérea y radical, se pesaron en una balanza técnica Sartorius de precisión 0,10 mg.

Masa seca total (g): las plantas se colocaron en una estufa a 50ºC de temperatura durante 24 h; posteriormente, se pesaron en balanza técnica analítica Sartorius de precisión 0,10 mg.

Para evaluar la presencia de Trichoderma en suelo, se tomaron muestras de 10 g de suelo rizosférico de cada réplica por tratamiento, incluyendo los controles, las cuales se homogeneizaron y tamizaron. Posteriormente, de cada muestra se pesó 1 g de suelo en una balanza técnica (Sartorius), a partir de las cuales se realizaron diluciones seriadas (hasta 10^-3). Para ello, el gramo se suspendió en un tubo de ensayo con 9 mL de Agua Agarizada estéril al 0,05 % (Agar bacteriológico-Biocen) (A/A) y se agitó en un agitador de tubos (Genie® -1). Luego, se tomó 1 mL de la suspensión (10^-1) y se depositó en otro tubo de ensayo con 9 mL de A/A, para obtener una dilución de 10^-2 y, a partir de esta, se preparó la suspensión (10^-3). De las últimas diluciones, se extrajeron dos alícuotas de 10 µL y se depositaron en dos placas Petri (Ø=9cm) con medio PDA (BioCen) (con antibiótico cloranfenicol 0,1 g.L^-1) y se distribuyeron uniformemente por toda la superficie de la placa con ayuda de una espátula de Drigalsky, previamente flameada. Se prepararon tres réplicas por tratamientos e incubaron en una incubadora (Friocell) a 28°C±2°C, bajo régimen de oscuridad constante, durante tres días. Las evaluaciones se realizaron a las 72 h, momento en el cual se cuantificaron las Unidades Formadoras de Colonias (UFC) de Trichoderma en el suelo.

Para evaluar la colonización endofítica de Trichoderma, las muestras de raíces de cada tratamiento se lavaron cuidadosamente con abundante agua corriente y se secaron al aire sobre papel de filtro Whatman No. 4. Seguidamente, las raíces se desinfectaron con hipoclorito de sodio al 1 % durante 30 s y luego, con alcohol al 70 %, durante 30 s. Entre cada desinfección, y al final del tratamiento de desinfección, las muestras se lavaron con agua destilada estéril tres veces. A continuación, las raíces se cortaron en fragmentos de un cm y se mezclaron para homogenizar. Por último, se seleccionaron 10 segmentos al azar y se sembraron en placas Petri de (Ø = 90 mm) contentivas de PDA (BioCen) con antibiótico cloranfenicol 0,1 g.L^-1; e incubaron en una incubadora (Friocell) a temperatura de 28°C±2°C y oscuridad. Las determinaciones se realizaron por triplicado, durante cinco días, con evaluaciones cada 24 horas hasta la aparición de las estructuras fúngicas del hongo.

Los resultados de cada variable (colonización de Trichoderma en suelo y raíz) se analizaron mediante un análisis de varianza simple y las medias de los tratamientos se compararon mediante la Prueba LSD Fisher con un nivel de significación de p≤0,05, usando el programa estadístico InfoStat versión 2017 (1919. Di Rienzo JA, Casanoves F, Balzarini MG, Gonzalez L, Tablada M, Robledo CW. InfoStat [programa de cómputo]. Córdoba, Argentina: Universidad Nacional de Córdoba. 2017. Disponible en: http://www.infostat.com.ar/.).

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

A pesar de que las especies del género Trichoderma generalmente son conocidas y usadas por su acción sobre agentes fitopatógenos, algunas son capaces de producir metabolitos que estimulan el crecimiento de las plantas (2020. Hoyos-Carvajal L, Orduz S, Bissett J. Growth stimulation in bean (Phaseolus vulgaris L.) by Trichoderma. Biological control. 2009; 51(3):409-416.).

En general, en ambos momentos de aplicación, las cepas de Trichoderma indujeron incremento significativo en la germinación con respecto al testigo. Todas las semillas sembradas en las macetas inoculadas con las suspensiones conidiales del hongo germinaron al tercer día de la siembra, excepto en los controles, pues germinaron al cuarto día; las plantas de tomate mostraron evidencias de estimulación del crecimiento. Estos resultados son similares a los obtenidos por Santana et al. (2121. Santana YB, del Busto Concepción A, González FY, Aguiar GI, Carrodeguas DS, Páez FPL, et al. Efecto de Trichoderma harzianum Rifai y FitoMas-E^® como bioestimulantes de la germinación y crecimiento de plántulas de tomate. Centro Agrícola. 2016; 43(3):5-12.), quienes informaron que Trichoderma harzianum tiene un alto potencial para promover la velocidad y el porcentaje de germinación de las semillas de tomate respecto al control, y a los de Hernández et al. (2222. Hernández Mejías S, Novo Sordo R, Mesa Pérez MA, Ibarra Mederos A, Hernández Rodríguez D. Capacidad de Trichoderma spp. como estimulante de la germinación en maíz (Zea mays L.) y frijol (Phaseolus vulgaris L.). Revista de Gestión del Conocimiento y el Desarrollo Local. 2017; 4(1):19-23.), quienes observaron que cuatro aislamientos de Trichoderma mejoraron la germinación de las semillas de frijol y maíz, en comparación con el control.

En este sentido, algunos autores plantean que, durante la germinación de las esporas, podría producirse la liberación de fitohormonas y/o metabolitos estimuladores de crecimiento y desarrollo de la planta de forma más rápida, que cuando el hongo se aplica en la fase de micelio (2323. Contreras-Cornejo HA, Macías-Rodríguez L, del-Val E, Larsen J. Interactions of Trichoderma with plants, insects, and plant pathogen microorganisms: chemical and molecular bases. Co-Evolution of Secondary Metabolites. 2018:1-28.). Dichas sustancias actúan como catalizadores o aceleradores de los tejidos meristemáticos primarios en las partes jóvenes de aquellas, por lo que inducen su reproducción celular y alcanzan un desarrollo más rápido que las que no hayan sido tratadas con dicho microorganismo (2020. Hoyos-Carvajal L, Orduz S, Bissett J. Growth stimulation in bean (Phaseolus vulgaris L.) by Trichoderma. Biological control. 2009; 51(3):409-416.).

En general, las plantas mostraron estimulación del crecimiento, según los indicadores evaluados. El número de hojas se favoreció, al unísono de la aplicación conidial de las cepas Ta. 78 (10⁵ y 10⁷) y Ta. 90 (10⁷) de Trichoderma al suelo, a los 15 y 30 días de evaluación; así como también a los siete días después de la aplicación, pero a los 30 días (Tabla 1 y 2).

Similar respuesta se obtuvo al evaluar la longitud del tallo, respecto al segundo momento donde se aplicó Trichoderma siete días antes de la siembra. En este caso, se destacaron a los 15 días las cepas 13 (10⁵) y Ta. 90 (10⁵ y 10⁷) y, a los 30 días, las cepas Ta. 90 (10⁵) y Ta. 13 (10⁵), respecto a las plantas controles.

Asimismo, se evidenció un efecto estimulante en el grosor del tallo con las cepas Ta. 13 y Ta. 90, a la concentración de 10⁵ conidios. mL^-1, a los 15 días del cultivo (siembra a los siete días pos tratamiento del suelo). Estos resultados concuerdan con los informados por Santana et al. (2121. Santana YB, del Busto Concepción A, González FY, Aguiar GI, Carrodeguas DS, Páez FPL, et al. Efecto de Trichoderma harzianum Rifai y FitoMas-E^® como bioestimulantes de la germinación y crecimiento de plántulas de tomate. Centro Agrícola. 2016; 43(3):5-12.), quienes obtuvieron plantas con mayor diámetro del tallo, masa total y radical al aplicar T. harzianum. Este resultado es de gran importancia para la obtención de posturas de tomate, en menor tiempo y más resistentes a las distintas condiciones medioambientales.

Al analizar la longitud de las raíces de las plantas, se observaron diferencias entre los momentos de aplicación del hongo. A los 15 días de evaluación hubo diferencias entre los tratamientos y el respectivo control, con excepción de los tratamientos con las cepas Ta. 78 a 10⁷ conidios.mL^-1, que no mostraron diferencias estadísticas con el control. A los 30 días de evaluación no se evidenciaron diferencias con respecto al control. Estudios en este sentido han demostrado que la incorporación al suelo de Trichoderma, en etapas tempranas del crecimiento del cultivo, permite un mejor desarrollo de su raíz y, con ello, la absorción de nutrientes (2424. López-Bucio J, Pelagio-Flores R, Herrera Estrella A. Trichoderma as biostimulant: exploiting the multilevel properties of a plant beneficial fungus. Scientia horticulturae. 2015; 196:109-123.).

De manera general, la masa fresca del follaje se favoreció con la aplicación de T. asperellum siete días antes de la siembra. A los 15 días de evaluación, en el segundo momento predomina, con diferencias significativas, el tratamiento con la cepa Ta. 13 a la concentración 10⁵ conidios.mL^-1. Mientras que, a los 30 días de evaluación, solo hubo diferencias para este parámetro con las cepas Ta. 13 y Ta. 90 a la concentración de 10⁵ conidios.mL^-1. No obstante, en el análisis de la masa fresca de la raíz no se evidenció una estimulación significativa entre los tratamientos con los hongos y con los controles.

Con respecto a la masa seca foliar y de la raíz se observó una estimulación a los 30 días por las cepas Ta. 13 (10⁵ conidios.ml^-1) y Ta. 90 (10⁷ conidios.ml^-1), al aplicarlas siete días antes de la siembra, con diferencias significativas respecto al control. La masa seca foliar también se estimuló con la cepa Ta. 90 (10⁵ conidios.ml^-1). Estos resultados sugieren que las plantas pudieron tener una mejor nutrición.

Los resultados del presente estudio fueron similares a los obtenidos por Chowdappa et al. (2525. Chowdappa P, Kumar SM, Lakshmi MJ, Upreti K. Growth stimulation and induction of systemic resistance in tomato against early and late blight by Bacillus subtilis OTPB1 or Trichoderma harzianum OTPB3. Biological Control. 2013; 65(1):109-117.), ya que observaron, en condiciones controladas, un incremento significativo de los indicadores de desarrollo (crecimiento de raíces y brotes, el área de la hoja y el índice de vigor de las plántulas) en el cultivo del tomate con la aplicación de la cepa OTPB3 de Trichoderma harzianum Rifai. También, se corresponden con los alcanzados por Blanco (11), quien encontró estimulación en la longitud de las plantas de tomate, con la aplicación de tres cepas, en formulaciones líquidas. Jiménez et al. (2626. Jiménez C, Sanabria de Albarracin N, Altuna G, Alcano M. Effect of Trichoderma harzianum (Rifai) on tomato (Lycopersicon esculentum L.) plants growth. Revista Facultad Agronomía (LUZ). 2011; 28:1-10.) también notificaron estimulación tanto de la parte aérea como de las raíces de tomate, con la aplicación de T. harzianum en semillero, transplante y 15 días después del trasplante. En este sentido, Páez et al. (2727. Páez O, Bernaza G, Acosta M. Uso agrícola del Trichoderma. 2006. Disponible en: http://www.soil-fertility.com/trichoderma/espagnol/index.shtml. ) también informaron que T. harzianum estimula el crecimiento de raíces y pelos absorbentes en tomate; de esta manera mejora la absorción de nutrientes y agua, lo que permite disminuir la aplicación de fertilizantes y alcanzar mayor rendimiento.

En sus resultados, Altamore et al. (1999), citado por Martínez et al. (2828. Martínez B, Infante D, Reyes Y. Trichoderma spp. y su función en el control de plagas en los cultivos. Rev Protección Veg. 2013; 28(1):1-11. ), determinaron que la promoción sobre el desarrollo de las plantas se debe a que Trichoderma tiene la capacidad de solubilizar manganeso de forma constante, independientemente del pH del medio y su disponibilidad. La planta requiere de este microelemento para determinadas funciones fisiológicas como son la fotosíntesis, el metabolismo del nitrógeno, la síntesis de los compuestos aromáticos y, además, por precursores de aminoácidos y hormonas, de fenoles y de lignina; por lo que debe asegurar el crecimiento y la resistencia a enfermedades en las plantas. Hoyos-Carvajal et al. (2020. Hoyos-Carvajal L, Orduz S, Bissett J. Growth stimulation in bean (Phaseolus vulgaris L.) by Trichoderma. Biological control. 2009; 51(3):409-416.) sugieren que la estimulación del crecimiento de las plantas por Trichoderma se asocia con la inducción de auxinas, especialmente el ácido indol-3-acético (AIA) y la activación de la enzima H+-ATPasa de la membrana plasmática (PM); ambas involucradas en la promoción del crecimiento celular, el alargamiento de la planta y el desarrollo radicular y, con ello, la asimilación de nutrientes en un mayor radio, tanto durante las interacciones simbióticas como patogénicas con las plantas (2929. Martínez-Medina A, Alguacil MDM, Pascual JA, Van Wees SC. Phytohormone profiles induced by Trichoderma isolates correspond with their biocontrol and plant growth promoting activity on melon plants. Journal of Chemical Ecology. 2014; 40(7):804-815.). En este sentido, López-Coria et al. (3030. López-Coria M, Hernández-Mendoza J, Sánchez-Nieto S. Trichoderma asperellum induces maize seedling growth by activating the plasma membrane H+-ATPase. Molecular Plant-Microbe Interactions. 2016; 29(10):797-806.) estudiaron la participación de la H+-ATPasa PM en el alargamiento inducido por T. asperellum y lo compararon con el efecto del AIA 10 µM, ya que también participa en la activación de H+-ATPasa PM. Las semillas tratadas con T. asperellum produjeron plántulas de mayor tamaño que las plántulas control, a pesar de que estas igualmente acumularon AIA y aumentaron la acidificación de la raíz, lo que sugiere que, además de AIA, T. asperellum excreta otras moléculas que estimulan la H+- ATPasa PM para inducir el crecimiento de la planta.

A los 15 y 30 días de la brotación, se evidenció que las cepas de T. asperellum colonizaron el suelo a las diferentes concentraciones. En la evaluación a los 15 días, la colonización del suelo se vio influenciada por el momento de inoculación del hongo y por los tratamientos (cepas de Ta. y concentración). Las cepas con mayor colonización del suelo fueron Ta. 13, Ta. 78, Ta. 90 y Ta. 85; todas estas a la concentración de 10⁷ conidios.ml^-1 en el segundo momento de aplicación, al incorporar el hongo siete días antes de la siembra.

La evaluación a los 30 días mostró la mayor colonización del suelo por las cepas Ta. 13 y Ta. 78, para ambos momentos de aplicación; mientras que, las cepas Ta. 85 y Ta. 90, solo alcanzaron valores mayores en el segundo momento de aplicación, todas a la concentración de 10⁷ conidios.ml^-1. Se puede inferir que la concentración de la suspensión de esporas y el momento de aplicación tienen influencia en la colonización del suelo. Todas las cepas fueron capaces de colonizar el sustrato, en un rango de 80-100 %, respectivamente.

Estos resultados no coinciden con los de Segarra et al. (3131. Segarra G, Van der Ent S, Trillas I, Pieterse MJ. MYB72, a node of convergence in induced systemic resistance triggered by a fungal and bacterial beneficial microbe. Plant Biology. 2009; 11:90-96.), porque informaron que la planta al detectar el hongo, y activar sus mecanismos de defensa, excreta metabolitos secundarios que pueden afectarlo, e inhibir sus esporas al nivel que no sea posible detectarlo. La presencia o sobrevivencia de las especies del género Trichoderma puede estar relacionada con la diversidad metabólica de este, su alta capacidad reproductiva, así como con su capacidad competitiva en el medio, todo lo cual le permite evadir estos mecanismos de defensa de la planta (3232. Cardoso Lopes FA, Steindorff Andrei S, Maia Geraldine A, Silva Brandão R, Neves Monteiro V, Lobo Júnior M, et al. Biochemical and metabolic profiles of Trichoderma strains isolated from common bean crops in the Brazilian Cerrado, and potential antagonism against Sclerotinia sclerotiorum. Fungal Biology. 2012; 116:815-824.). Es posible que ya en el momento de evaluación, a los 30 días, la planta no reconozca al hongo como un agente extraño y este ya se esté comportando como endófito.

De manera general, todas las cepas de T. asperellum evaluadas (Ta. 13, Ta. 78, Ta. 85, Ta. 90) mostraron capacidad endofítica de las raíces de tomate, en ambos momentos de aplicación, sin diferencias estadísticas entre ellos, pero sí entre cepas y concentración de inóculo. A los 15 días, los mejores valores de colonización endofítica lo mostraron la cepa Ta. 13 a las concentraciones de 10⁵ y 10⁷ conidios.ml^-1, para ambos momentos de aplicación, y la cepa Ta. 90 a la máxima concentración en el segundo momento de aplicación. Sin embargo, a los 30 días hubo menos variabilidad. Al tomar los tratamientos que superaron la media del análisis, se destacaron las cepas Ta. 13, Ta. 78, Ta. 85 y Ta. 90, a la concentración de 10⁷ en el segundo momento de aplicación; las excepciones fueron Ta. 78 (ambos momentos de siembra) y la cepa Ta. 90 a la concentración de 10⁵ en el primer momento de aplicación. La colonización endofítica de Trichoderma posibilita el escape de la planta al ataque de patógenos radiculares (3333. Morel M, Castillo Y, García S Conce M, Moya JD, Reinoso T, et al. Revista Agropecuaria y Forestal. 2021; 10(01):25-40. ). Esto confirma lo planteado por Companioni-Gonzalez et al. (3434. Companioni BG, Domínguez GA, García RV. Trichoderma: su potencial en el desarrollo sostenible de la agricultura. Biotecnología Vegetal. 2019; 19(4):237-248.) sobre los múltiples beneficios que aporta el uso de Trichoderma en el control de hongos fitopatógenos del suelo en tomate, donde las plantas inoculadas con los aislados de Trichoderma no presentaron síntomas de enfermedad.

Por tanto, el establecimiento de un hábitat endofítico resulta un importante mediador de las actividades en el control biológico, debido a la elicitación de mecanismos de defensa de la planta hospedante. Se piensa que el hongo, cuando entra en las capas epidérmicas de las raíces, confiere mejor salud al cultivo y mayor crecimiento vegetal, debido a la síntesis de hormonas; también mejora la absorción de nutrientes, lo que se revierte en un aumento de la productividad (2020. Hoyos-Carvajal L, Orduz S, Bissett J. Growth stimulation in bean (Phaseolus vulgaris L.) by Trichoderma. Biological control. 2009; 51(3):409-416.,3535. Harman GE, Howell CR, Viterbo A, Chet I, Lorito M. Trichoderma species-opportunistic, avirulent plant symbionts. Nature Reviews Microbiology. 2004; 2(1):43.,3636. Benítez T, Rincón AM, Limón MC, Codón AC. Biocontrol mechanisms of Trichoderma strains. International Microbiology. 2004; 7:249-260.).

La respuesta diferencial de las plantas de tomate a la acción de T. asperellum dependió del momento de aplicación del hongo; los mejores resultados se obtuvieron en la aplicación a los siete días antes de la siembra. La utilización de T. asperellum (Ta. 13 y Ta. 90) favoreció la germinación y el crecimiento de plántulas de tomate, con incremento en los valores de diámetro del tallo, masa total y radical, lo que puede ser aprovechado para el trasplante de las plantas de tomate y generar una posible disminución en los gastos de producción.