Caracterización morfológica-cultural de hongos asociados a los frutos de chonta (Bactris gasipaes Kunth), en cinco localidades de Orellana, Ecuador

Sitios de estudio y muestreo

Durante el mes de febrero de 2020 se colectaron frutos de chonta, procedentes de diferentes fenotipos (rojo-rojo oscuro, amarillo vivo y amarillo anaranjado), en cinco localidades de la provincia Orellana (Tabla 1). Las zonas de estudio corresponden a las formaciones ecológicas de: Bosque inundado de palmas de la llanura aluvial de la Amazonía (BsTa10) y Bosque siempre verde de tierras bajas del Napo-Curaray (BsTa02) (66. Cerón C, Palacios W, Guevara J, et al. Ministerio del Ambiente del Ecuador. Sistema de Clasificación de los Ecosistemas del Ecuador Continental [en línea]. Quito-Ecuador: Ministerio del Ambiente del Ecuador. [Consulta: 20 julio 2020], 2013. Disponible en: http://app.sni.gob.ec/snilink/sni/PDOT/NIVEL%20NACIONAL/MAE/ECOSISTEMAS/DOCUMENTOS/Sistema.pdf ). Los frutos con manifestaciones de necrosis, pudriciones secas, pudriciones blandas, costras, puntos hendidos, micelio negro, masa micelial blanca y moho verdoso se envasaron en bolsas de papel identificadas y se transportaron en neveras plásticas con hielo hasta el Laboratorio de Fitopatología de la Facultad de Recursos Naturales de la Escuela Superior Politécnica de Chimborazo, para su procesamiento.

Aislamiento e identificación de los hongos asociados

Los frutos de chonta se lavaron inicialmente con abundante agua corriente. Posteriormente, se hicieron cortes de 3-5 mm, que incluyó una parte del tejido sano y enfermo. Se volvieron a lavar con agua corriente por 15 minutos. La desinfección de las muestras se hizo con hipoclorito de sodio al 2 % por 2 minutos y alcohol al 70 % por 1 minuto. Entre cada desinfección y al final del tratamiento de desinfección las muestras se lavaron con agua destilada estéril tres veces. Bajo la cámara de flujo laminar, las secciones de las muestras se secaron sobre papel filtro estéril y se sembraron en placas Petri contentivas de medios de cultivo Papa-Dextrosa-Agar (PDA, Fluka) al 3,9 % y Sabouraud Dextrosa Agar al 6,2 % con cloranfenicol (50 mg. L^-1), respectivamente. Posteriormente, las placas Petri se incubaron a 25±1^oC durante 2 a 15 días en condiciones de oscuridad, de tal manera que se fueron registrando las colonias fúngicas que aparecieron. Las estructuras fúngicas presentes se transfirieron al medio de cultivo PDA al 3,9 %, y se incubaron a 25^oC±1 durante 7 días (77. Alfenas AC, Mafia RG. Métodos de Fitopatología. 2^a Ed. Universidad Federal de Viçosa. Viçosa, Brasil: Editora UFV. 2016; 59-63.).

A partir de los cultivos puros se procedió a realizar cultivos monohifales, según los criterios de Balmas et al. (88. Balmas V, Santori A, Corazza L. Le specie di Fusarium piú comuni in Italia. Suggerimenti per il loro riconoscimento. Istituto Sperimentale per la Patologia Vegetale. Petria Giornale di Patología delle Piante. 2000; 10(1):1-60.). Para ello, se tomó una pequeña porción de micelio con esporas de las placas Petri con medio de cultivo PDA y suspendió en un tubo de ensayo estéril que contenía 10 ml de agua destilada estéril, luego, se agitó la suspensión conidial en el vortex por 1 minuto y se vertió en placas Petri con Agar-Agua al 2,8 %. Posteriormente, las placas fueron colocadas en posición vertical y se incubaron a 25°C ± 1, en oscuridad durante 24 h. Con un microscopio estereoscopio se localizaron los conidios germinados y con una aguja se transfirieron individualmente a placas Petri que contenían 15 ml del medio de cultivo PDA al 3,9 % con cloranfenicol e incubaron a 25 ± 1°C durante 7 días.

La caracterización micromorfológica de los aislamientos se realizó mediante observaciones microscópicas de las estructuras fúngicas desarrolladas en microcultivos, con la ayuda del microscopio óptico CARL ZEISS (Axiolab5) con aumento 400x y según los criterios descritos en las claves taxonómicas Barnett y Hunter (99. Barnett HL, Hunter BB. Illustrated genera of imperfect fungi.4^a Ed. Saint Paul, Minnesota-United States of America: The American Phytopathological Society. 1998;1-237.), Balmas et al. (88. Balmas V, Santori A, Corazza L. Le specie di Fusarium piú comuni in Italia. Suggerimenti per il loro riconoscimento. Istituto Sperimentale per la Patologia Vegetale. Petria Giornale di Patología delle Piante. 2000; 10(1):1-60.), Benson (1010. Benson H. Microbiological Applications Laboratory Manual in General Microbiology. 8^a Ed. New York, United States of America: Editora McGraw-Hill Science/Engineering/Math. 2001: 99-102 y 157-160.), Leslie y Summerell (1111. Leslie JF, Summerell BA. The Fusarium Laboratory Manual. Garsington Road, Oxford- United Kingdom. Photographs by Suzanne Bullock: Blackwell Publishing. 2006: 80-272.) y Alfenas y Mafia (77. Alfenas AC, Mafia RG. Métodos de Fitopatología. 2^a Ed. Universidad Federal de Viçosa. Viçosa, Brasil: Editora UFV. 2016; 59-63.).

Morfotipo 1: Geotrichum sp.

La colonia de Geotrichum en medio de cultivo PDA presentó forma irregular, margen ondulado, textura principalmente húmeda-pastosa, elevación plana y el color tanto del anverso como el reverso de la colonia estuvo entre blanco-blanco grisáceo (1212. Munsell C. Munsell Color Charts for Plant Tissues. New Windsor, New York-United States of America: Munsell Color, 1997.) (Fig. 1 a, b). La tasa de crecimiento micelial promedio fue de 2,10 mm.día^-1 a 25°C. Presentaron hifas septadas hialinas, y estas se tabicaban, formando numerosos artroconidios (7,9 µm x 3,6 µm) (Fig. 1c ) hialinos, en cadenas, y de forma rectangular o barril con extremos truncados (Fig. 1 d ). Además, presentaron hifas cortas únicas o múltiples a menudo se adhirieron a los tabiques en la base de las hifas (Fig. 2 e, f ). Los caracteres culturales y morfológicos del género Geotrichum sp., coincidieron con los descritos por Barnett y Hunter (99. Barnett HL, Hunter BB. Illustrated genera of imperfect fungi.4^a Ed. Saint Paul, Minnesota-United States of America: The American Phytopathological Society. 1998;1-237.) y Larone et al. (1313. Larone D, Walsh T, Hayden R. Larone's Medically Important Fungi: A Guide to Identification. 6^th ed. Washington, United States of America. DC: ASM Press, 2018; p. 73-331.).

En la literatura científica, el hongo Geotrichum, asociado a los frutos de palma de chonta se informa como saprobio bajo diferentes condiciones geográficas y ambientales. Sin embargo, como agente patógeno es el responsable de importantes pérdidas poscosechas en frutos de cítricos, al ocasionar la pudrición ácida (Geotrichum citri-aurantii (Ferraris) E.E. Butler) (1414. Ferraz L, Da Cunha T, Da Silva A, et al. Biocontrol ability and putative mode of action of yeasts against Geotrichum citri-aurantii in citrus fruit”. Microbiological Research. 2016: 72-79. Doi: https://doi.org/10.1016/j.micres.2016.04.012 ). Estudios similares realizados por Wanjiku et al. (1515. Wanjiku EK, Waceke JW, Wanjala BW, et al. Identification and Pathogenicity of Fungal Pathogens Associated with Stem End Rots of Avocado Fruits in Kenya. Rev International Journal of Microbiology. 2020: 1-8. Doi: https://doi.org/10.1155/2020/4063697.) mencionan a Geotrichum candidum Link. provocando pudriciones ácidas en frutos de aguacate y cítricos.

Morfotipo 2: Mucor sp.

La colonia de Mucor en el medio de cultivo PDA presentó forma irregular, margen filamentoso, textura principalmente lanosa y elevada. El color del anverso y reverso estuvo entre marrón pálido a café claro (1010. Benson H. Microbiological Applications Laboratory Manual in General Microbiology. 8^a Ed. New York, United States of America: Editora McGraw-Hill Science/Engineering/Math. 2001: 99-102 y 157-160.) (Fig. 2 a, b). La tasa de crecimiento micelial promedio de la colonia en medio PDA fue de 2,83 mm.día^-1 a 25°C. Presentaron hifas cenocíticas, hialinas, no se encontró la presencia de rizoides basales a nivel de hifas, se observaron esporangióforos en su mayoría ramificados (Fig. 2 e), hialinos a marrón pálido, en la punta se visualizó esporangios globosos (51,17 µm x 53,38 µm) (Fig. 2 c) que contenían en su interior cientos de esporangiosporas (5,95 µm x 4,82 µm) elípticas, de paredes lisas. La columela (23,75 µm x 20,13 µm) de apariencia hialina casi esférica a globosa-subglobosa, presentó un collarete remanente de la pared esporangial (Fig. 2 d). No se observaron clamidoconidios ni zigosporangios. Los caracteres culturales y morfólogicos del género Mucor obtenidos en este estudio coincidieron con los descritos por Jayawardena et al. (1616. Jayawardena RS, Hyde KD, Chen YJ, et al. One stop shop IV: taxonomic update with molecular phylogeny for important phytopathogenic genera: Fungal Diversity [en línea], (Netherlands). 2020: 76-218. Doi: https://doi.org/10.1007/s13225-020-00460-8 ).

En el presente estudio, el aislado identificado como Mucor sp. se relaciona con lo descrito por Cruz et al. (1717. Cruz I, García R, Carillo J, et al. Identification of mucorales an fungi causing soft rot in papaya (Carica papaya L.) fruit in Mexico. Revista Mexicana de Fitopatología. 2017; 35 (3): 397-Doi: https://doi.org/10.18781/r.mex.fit.1611-3 ), quienes señalan que los hongos pertenecientes al orden Mucorales ocasionan pudrición ácida en frutos de papaya (Carica papaya L.). Estos síntomas estuvieron asociados con las especies Mucor irregularis Stchigel, Cano, Guarro & E. Álvarez, Gilbertella persicaria (E.D. Eddy) Hesselt. y Rhizopus oryzae Went & Prins. Geerl.

Hyde et al. (1818. Hyde KD, Nilsson RH, Alias SA, et al. One stop shop: backbones trees for important phytopathogenic genera: Fungal Diversity [enlínea], (Netherlands). 2014; 67: 21-125. Doi: https://doi.org/10.1007/s13225-014-0298-1 ), y más tarde Jayawardena et al. (1616. Jayawardena RS, Hyde KD, Chen YJ, et al. One stop shop IV: taxonomic update with molecular phylogeny for important phytopathogenic genera: Fungal Diversity [en línea], (Netherlands). 2020: 76-218. Doi: https://doi.org/10.1007/s13225-020-00460-8 ), mencionaron al género Mucor, principalmente, como saprófito y patógeno poscosecha. Otras especies de este género tales como: Mucor circinelloides Tiegh. causa pudrición en tomates, mangos, ñame y melocotones. Mucor hiemalis Wehmer puede ser patógeno en guayabas, zanahorias y yuca. Mucor piriformis es un patógeno destructivo de las fresas frescas y una de las principales causas de pudrición de peras, manzanas, melocotones, nectarinas y tomates almacenados en frío.

Morfotipo 7: Cladosporium sp.

La colonia de Cladosporium en el medio de cultivo PDA tuvo crecimiento lento, presentó forma irregular, margen ondulado, textura principalmente gamuza-estriada y elevación media. El color del anverso fue variable: gris verdoso, verde oliva oscuro, negros (1010. Benson H. Microbiological Applications Laboratory Manual in General Microbiology. 8^a Ed. New York, United States of America: Editora McGraw-Hill Science/Engineering/Math. 2001: 99-102 y 157-160.), mientras que, en el reverso fue negro oliva (1010. Benson H. Microbiological Applications Laboratory Manual in General Microbiology. 8^a Ed. New York, United States of America: Editora McGraw-Hill Science/Engineering/Math. 2001: 99-102 y 157-160.) (Fig. 3 a, b). La tasa de crecimiento micelial promedio de la colonia en medio PDA fue 0,91 mm.día^-1 a 25°C. Presentaron hifas no cenocíticas, en su mayoría ramificadas, lisas, de paredes delgadas, subhialinas, ligeramente pigmentadas a marrón claro, de contorno subcilíndrico a irregular caracterizadas por células hinchadas. Se observaron conidióforos en su mayoría no ramificados, poco diferenciados, micronematosos apenas distinguibles de las hifas, volviéndose macronematosos, subhialinas con pigmentaciones ligeras a marrón claro evidenciándose la presencia de septos (Fig. 3 d). Los conidios variaron de 2,23-4,83 μm x 3,31-10,75 ​​μm, difiriendo en forma de elipsoide, oval, ovoide, limoniforme de paredes delgadas y formando verdaderas cadenas largas acropetalas, ramificadas, de color marrón oliva pardusco, la mayoría con 1 tabique (Fig. 3 c). Se observaron ramoconidios (RC) y ramoconidios secundarios (RCS) entre 19,55-20,18 μm x 5,65-6,23 μm). Los ramoconidios (RC y RCS) de paredes delgadas, coloración similar a los conidios, y con uno o ningún septo (Fig. 3 e). Los caracteres culturales y morfológicos del género Cladosporium obtenidos en este estudio, fueron similares a las descritas por Bensch et al. (1919. Bensch K, Braun U, Groenewald JZ, et al. The genus Cladosporium. Studies in Mycology. 2012; p. 1-401. Doi: https://doi.org/10.3114/sim0003 ).

En el presente estudio este hongo estuvo asociado a los frutos de la palma de chonta. Bensch et al. (1919. Bensch K, Braun U, Groenewald JZ, et al. The genus Cladosporium. Studies in Mycology. 2012; p. 1-401. Doi: https://doi.org/10.3114/sim0003 ) y Jayawardena et al. (1616. Jayawardena RS, Hyde KD, Chen YJ, et al. One stop shop IV: taxonomic update with molecular phylogeny for important phytopathogenic genera: Fungal Diversity [en línea], (Netherlands). 2020: 76-218. Doi: https://doi.org/10.1007/s13225-020-00460-8 ) describen que las especies de Cladosporium tienen un rango ecológico extremadamente amplio, se encuentran en todo tipo de sustratos y en una amplia gama de hospedantes, ya sea biotróficamente o en tejidos muertos o senescentes. Asimismo, argumentan que el género Cladosporium incluye muchos patógenos importantes que causan manchas foliares, tizón de las hojas, decoloraciones, necrosis o síntomas de agujeros de perdigones en tallos y frutos, pudriciones, encontrándose en una amplia gama de plantas hospedantes, incluidas Asparagaceae, Asteraceae, Fabaceae, Myrtaceae, Orchidaceae, Poaceae, Solanaceae y Vitaceae. Algunas especies pueden ser hiperparásitos de insectos y hongos.

Morfotipo_8_A: Ceratocystis sp.

La colonia de Ceratocystis en medio de cultivo PDA mostró un rápido crecimiento, a las 48 horas ocupó toda la superficie de la placa de Petri, con abundante micelio aéreo, de forma irregular, margen filamento e irregular, textura principalmente aterpeciolada-lanosa, y elevación alta, el color del anverso y reverso de las colonias inicialmente fue blanco, y posteriormente se tornó de gris oscuro-negro (1010. Benson H. Microbiological Applications Laboratory Manual in General Microbiology. 8^a Ed. New York, United States of America: Editora McGraw-Hill Science/Engineering/Math. 2001: 99-102 y 157-160.) (Fig. 4 a, b). La tasa de crecimiento micelial promedio de la colonia en medio PDA fue de 7,26 mm día^-1 a 25°C. Se observaron dos tipos de conidios: conidios primarios hialinos, producidos en cadenas, de forma rectangular, midiendo 3,94 μm x 6,79 μm y conidios secundarios inicialmente hialinos, de color marrón, oblongos a ovalados, gruesos con ornamentación granular, midiendo 3,90 μm x 6,21 μm (Fig. 4 c). Aleurioconidios inmaduros de 4,36 μm x 8,30 μm, producidos holoblásticamente, en cadenas largas, de formas ovoides a subglobosas y que después estas se vuelven aleurioconidios maduros de 6,54 μm x 10,16 μm con paredes verrugosas cubiertas por verrugas de iguales formas (Fig. 4 d). Conidióforos tubulares simples estrechándose en sus ápices, que produjeron una sucesión de conidios (endoconidios) a través del extremo abierto (Fig. 4 e), así como también, se observó la presencia de conidióforos fialídicos con fiálides cortas de formas rectas y curvadas (Fig. 4 f). No se formaron peritecios. De acuerdo con los caracteres culturales y morfológicos del género Ceratocystis obtenidos en este estudio fueron similares a las descritas por Pinho et al. (2020. Pinho D, Dutra D, Pereira O. Notes on Ceratocystis paradoxa causing internal post-harvest rot disease on immature coconut in Brazil. Tropical Plant Pathology. 2013; 38 (2): 152-157. Doi: https://www.scielo.br/pdf/tpp/v38n2/a10v38n2.pdf ).

El hongo Ceratocystis sp. encontrado en el presente estudio es reportado en la literatura científica como agente patógeno en diferentes hospedantes de importancia económica. Por ejemplo, Ceratocystis paradoxa (Dade) C. Moreau es un patógeno en Cocos nucifera L. (coco), Musa spp. L. (banano), Saccharum spp. L. (caña de azúcar), Elaeis guineensis Jacq. (palma de aceite), Ananas comosus (L.) Merr. (piña), entre otros. Este hongo patógeno provoca pudrición basal, amarillamiento de los foliolos del pecíolo, secado y rotura de hojas, reduciendo consecuentemente el soporte de racimos provocando la caída de frutos inmaduros o muerte de la planta, puede dispersarse por la lluvia, el viento, los insectos o por lesiones y herramientas utilizadas para cosechar, cultivar o erradicar plantas enfermas (2121. De Melo MP, Da Silva MK, Júnior JE, et al. Thielaviopsis musarum causes postharvest crown and fruit rot of banana in Northeastern Brazil. Tropical Plant Pathology. 2016; 41: 258-263. Doi: https://doi.org/10.1007/s40858-016-0094-4 ).

Por consiguiente, en el presente estudio se encontró al hongo Ceratocystis spp., asociado a las pudriciones blandas o suaves lo que coincide con la investigación informada por Crane (2222. Crane J. Pejibaye (Peach Palm) Growing in the Florida Home Landscape [en línea]. United States of America: University of Florida. HS1072, 2016; p. 1-5. Doi: https://edis.ifas.ufl.edu/pdffiles/HS/HS31200.pdf ) quien señaló al generó Ceratocystis como causante de la pudrición negra (suave o blanda) de frutos de palma de chonta en postcosecha. Del mismo modo, en estudios realizados en el estado de Rio de Janeiro de Brasil, se ha informado que los frutos de coco son susceptibles a C. paradoxa en el campo y en postcosecha, por tal razón, al ser la palma de coco y la palma de chonta de la familia Arecaceae existe una alta probabilidad de que este patógeno esté asociado a las pudriciones suaves manifestadas en los diferentes fenotipos de frutos de chonta (2323. Santos P, Mussi V, Machado M. et al. Diagrammatic scale of severity for postharvest black rot (Ceratocystis paradoxa) in coconut palm fruits. Summa Phytopathologica. 2017; 43 (4): 269-275. Doi: https://doi.org/10.1590/0100-5405/170792 ).

Morfotipo_12_A: Trichoderma sp.

La colonia de Trichoderma en medio de cultivo PDA mostró un rápido crecimiento, con pigmentación de color verde pálido, de forma irregular, margen ondulado, textura principalmente semi compacta-lanosa, y elevación de poca a media, el color del anverso y reverso de la colonia inicialmente fue blanco y finalmente se tornó verde grisáceo o verde pálido (1010. Benson H. Microbiological Applications Laboratory Manual in General Microbiology. 8^a Ed. New York, United States of America: Editora McGraw-Hill Science/Engineering/Math. 2001: 99-102 y 157-160.) (Fig. 5 a, b). La tasa de crecimiento micelial promedio de la colonia en medio PDA fue de 4,52 mm.día^-1 a 25°C. Presentaron conidióforos divergentes y drendríticos ramificados, formándose ramas primarias anchas más largas cercanas de la base de la hifa, re-ramificación o produciendo fiálides divergentes típicamente en verticilos de 3-4 (Fig. 5 d), y las ramas hacia la punta y las ramas secundarias (2-3 fiálides) tendiendo a mantener ángulos de 90° con respecto al eje principal (Fig. 5 e). Las fiálides terminales se dispusieron en verticilos solitarios, eran cilíndricos o al menos no notoriamente de cuello estrecho. Los conidios ampliamente de formas variables elipsoidales a ovoides midiendo 2,49 μm x 3,67 μm, lisos y de color verde claro (Fig. 5 c ). Los caracteres culturales y morfológicos del género Trichoderma, se correspondieron con los informados por Rifai (2424. Rifai A. A revision of the genus Trichoderma. Mycol. Pap. 1969; 116:1-56.), Gams y Bissett (2525. Gams W, Bisset J. Morphology and identification of Trichoderma. En: C. Kubicek; G. Harman (eds.). 1998; p. 3- 34, Trichoderma and Gliocladium Volume 1: Basic biology, taxonomy and genetics. Taylor & Francis, London, UK.) y Samuels et al. (2626. Samuels GJ, Hebbar PK. Trichoderma: Identification and Agricultural Applications. United States of America: The American Phytopathological Society (APS). 2015; p. 49-71.).

El hongo Trichoderma sp. asociado a los frutos de palma de chonta, se informa en la literatura científica como antagonista y endófito (2626. Samuels GJ, Hebbar PK. Trichoderma: Identification and Agricultural Applications. United States of America: The American Phytopathological Society (APS). 2015; p. 49-71.). Dávila (2727. Dávila F. Diversidad de hongos asociados a lesiones foliares en naranjilla (Solanum quitoense Lam.) en varias localidades de la Amazonía Ecuatoriana. [Tesis de grado en Microbiología]. Pontificia Universidad Católica del Ecuador, Quito, Ecuador, 2015; p. 25-46. Doi: http://repositorio.puce.edu.ec/handle/22000/12524 ), en un estudio similar, encontró al hongo Trichoderma asociado a lesiones foliares en naranjilla. Este autor identificó al mismo por técnicas moleculares como Trichoderma asperellum Samuels, Lieckf. & Nirenberg. El género Trichoderma igualmente ha sido encontrado de manera saprófita en restos de racimos de frutos vacíos de la palma aceitera (2626. Samuels GJ, Hebbar PK. Trichoderma: Identification and Agricultural Applications. United States of America: The American Phytopathological Society (APS). 2015; p. 49-71.).

Morfotipo_N: Fusarium sp.

Las colonias de Fusarium (Morfotipo_11_A, Morfotipo_16 y Morfotipo_17) (Fig. 6, 7 y 8) tuvieron en el medio de cultivo PDA abundante micelio aéreo, pigmentaciones variables (incoloras, blancuzca, blanco amarillento, violeta pálido, violeta oscuro, rosado), de formas irregulares, márgenes ondulados e irregulares, textura principalmente algodonosa, y elevación convexa, el color del anverso fue variable prevaleciendo los colores: blanco, gris amarillento pálido, rosa violáceo pálido y rosa violáceo oscuro (1010. Benson H. Microbiological Applications Laboratory Manual in General Microbiology. 8^a Ed. New York, United States of America: Editora McGraw-Hill Science/Engineering/Math. 2001: 99-102 y 157-160.), mientras que, en el reverso fue variable prevaleciendo los colores: amarillo pálido, ámbar pálido, rosa violáceo (1010. Benson H. Microbiological Applications Laboratory Manual in General Microbiology. 8^a Ed. New York, United States of America: Editora McGraw-Hill Science/Engineering/Math. 2001: 99-102 y 157-160.). Hubo ausencia de líquido de transpiración y la tasa de crecimiento micelial promedio de los tres morfotipos fueron 2,45; 2,33 y 1,98 mm.día^-1 a 25°C, respectivamente. Presentaron macroconidios de longitud corta a media (2,67-3,91 μm x 17,14-31,63 μm) en forma de bote y semifalcados, ligeramente curvados a casi rectos, con las paredes ventrales y dorsales casi paralelas. La célula apical de los macroconidios fue de forma desafilado o enganchado, cónica a ligeramente curvada. A su vez, la célula basal de los macroconidios fue mellado o enganchado y pie recién mencionado. Usualmente, los macroconidios presentaron 3-4 septos. Se observaron microconidios (1,96-2,51 μm x 7,06-8,69 μm) que se forman en cadenas o falsas cabezas, de forma ovoide, elipsoidales, reniformes, usualmente no septados. Los microconidios que llevan en la cadena son ovoides con base truncada. Las células conidiógenas dieron lugar a monofiálides con forma de frasco o de bolos y polifiálides. No se observaron clamidosporas. Los caracteres culturales y morfológicos del género Fusarium, obtenidos en este estudio, fueron similares a las informadas por Balmas et al. (88. Balmas V, Santori A, Corazza L. Le specie di Fusarium piú comuni in Italia. Suggerimenti per il loro riconoscimento. Istituto Sperimentale per la Patologia Vegetale. Petria Giornale di Patología delle Piante. 2000; 10(1):1-60.) y Leslie y Summerell (1111. Leslie JF, Summerell BA. The Fusarium Laboratory Manual. Garsington Road, Oxford- United Kingdom. Photographs by Suzanne Bullock: Blackwell Publishing. 2006: 80-272.).

El género Fusarium encontrado en los frutos de palma de chonta, también se ha reportado en estudios similares asociados a frutos sintomáticos de papaya. Álvarez et al. (2828. Sapareng S, Ala A, Kuswinanti T, et al. Isolation and Characteristics Molding Fungus of Stalks and Empty Fruit Bunches of Oil Palms. International Journal of Scientific & Technology Research. 2018; 7 (11): 135-140.) manifiestan que la pudrición por Fusarium ocasiona pequeñas lesiones secas en la superficie del fruto de C. papaya que luego se cubren con una estera micelial blanca y bastante compacta, siendo el patógeno identificado como Fusarium solani (Mart.) Sacc., asimismo, argumentan que esta enfermedad ocurre esporádicamente en la fruta después de la cosecha. Por otro lado, Hyde et al. (2929. Álvarez A, Nishijima W. Postharvest diseases of papaya. The American Phytopathological Society. 1987; 71 (8): 681-686.) mencionan que el género Fusarium incluye una serie de especies que son hongos patógenos muy importantes en diferentes cultivos de interés económicos. Otras especies de Fusarium causan pudrición del tallo y la mazorca en el maíz y el sorgo, enfermedades de cancro en plantas leñosas y enfermedades de la raíz y la corona en un amplio espectro de especies de plantas. También hay especies que son endofíticas en plantas, así como especies que son saprobios en el suelo y en la materia orgánica.

El presente trabajo determinó que los hongos aislados de los diferentes fenotipos “Rojo-Rojo oscuro, Amarillo vivo, Amarillo Anaranjado” de frutos de la palma de chonta (B. gasipaes Kunth) estuvieron asociados a los hongos de los géneros: Geotrichum, Mucor, Penicillium, Ceratocystis, Cladosporium, Fusarium y Trichoderma. Este resultado constituye el primer informe de patógenos asociados a pudriciones blandas, pudriciones secas y pudriciones ácidas en los frutos de chonta; por lo que se considera necesario realizar pruebas de patogenicidad para confirmar el papel de los mismos con las enfermedades.