Premisas para la toma, envío de muestras e interpretación de resultados de diagnóstico parasitológico en aves

Toma y envío de muestras al laboratorio

Para el diagnóstico de parásitos externos resulta conveniente tomar la muestra del ave viva (1414. Mahdavi Fard V, Shariati Sharifi F, Ganjali M, Jahantigh M, Lopez-Aban J. Identification of ectoparasites of ornamental birds in the north of Sistan and Baluchestan (southeast Iran). Iranian Journal of Veterinary Science and Technology. 2020; 12, (2): 68-72. DOI:10.22067/veterinary.v12i2.87675 , 1515. Villalobos-Moreno A, Vera-Valdivieso DC, Hoyos-García W, Michel P. Valim MP, Arcila-Quiceno VH. Ectoparasites of Coragyps atratus (Bechstein, 1793) (Accipitriformes: Cathartidae) on Bucaramanga, Santander, Colombia. Bol.cient.mus.hist.nat. 2020; 24 (2): 231-243. ISSN: 0123-3068 (Impresed) ISSN: 2462-8190 (On line)). Gran parte de los ectoparásitos que afectan a las aves realizan un parasitismo permanente, excepto moscas y algunas especies de ácaros hematófagos (1414. Mahdavi Fard V, Shariati Sharifi F, Ganjali M, Jahantigh M, Lopez-Aban J. Identification of ectoparasites of ornamental birds in the north of Sistan and Baluchestan (southeast Iran). Iranian Journal of Veterinary Science and Technology. 2020; 12, (2): 68-72. DOI:10.22067/veterinary.v12i2.87675 ). El parasitismo permanente implica que los parásitos desarrollan todo su ciclo biológico sobre su hospedero (55. Rodríguez D. Toma, envío de muestras e interpretación de los resultados de parasitología en aves. VIII Jornada Científica Nacional de Avicultura, 28- 30 mayo. La Habana, Cuba; 2019., 1616. Rodríguez-Ortega LT, Equihua-Martínez A, Nieto-Aquino R, Pro-Martínez A, Rodríguez-Ortega A. Nota científica: Infestación de piojos (Phthiraptera) en gallinas, gallos y pollos (Gallus gallus domesticus, Linnaeus). Folia Entomológica Mexicana (nueva serie). 2018; 4 (2): 80−84. ). Sin embargo, si ocurre la muerte del huésped, disminuye la temperatura corporal y la mayoría de los parásitos externos migran en busca de otro hospedador que le garantice su supervivencia (55. Rodríguez D. Toma, envío de muestras e interpretación de los resultados de parasitología en aves. VIII Jornada Científica Nacional de Avicultura, 28- 30 mayo. La Habana, Cuba; 2019.).

Por lo anteriormente explicado se entiende que el envío de cadáveres al laboratorio para el diagnóstico de ectoparásitos, brinda información muy limitada sobre el comportamiento de las poblaciones de ectoparásitos. Por lo cual es necesario tener en cuenta que los resultados obtenidos en cadáveres, incluyen el hallazgo de falsos negativos hasta niveles de infestación inferiores a los que el hospedero realmente poseía; en dependencia de las especies de parásitos implicadas, pues hay especies de mayor capacidad de desplazamiento que otras y del tiempo transcurrido desde la muerte del hospedero. A mayor tiempo, mayor posibilidad de migración, lo que se traduce en resultados menos confiables (55. Rodríguez D. Toma, envío de muestras e interpretación de los resultados de parasitología en aves. VIII Jornada Científica Nacional de Avicultura, 28- 30 mayo. La Habana, Cuba; 2019.).

Algo similar sucede con el envío de plumas, aunque se hayan tomado del ave viva, si éstas no son conservadas adecuadamente, durante el tiempo que se demoran en trasladarse al laboratorio, los ectoparásitos asumen la muerte del hospedero y comienzan los desplazamientos para obtener un nuevo hospedador. Los parásitos externos poseen diferentes microhábitat dentro de un mismo hospedero, por lo que se deben tomar plumas de diferentes regiones del cuerpo (55. Rodríguez D. Toma, envío de muestras e interpretación de los resultados de parasitología en aves. VIII Jornada Científica Nacional de Avicultura, 28- 30 mayo. La Habana, Cuba; 2019.).

Existen diferentes métodos para la toma de muestra a partir de plumas del ave viva:

Debe tenerse en cuenta que los piojos al ser más grandes mueren y se desprenden con gran facilidad, no así los ácaros que, al ser más pequeños, y sumado a su localización en el cuerpo del ave y la pluma tienden a permanecer adheridos. Por lo que siempre se deben colectar plumas para verificar la existencia o no de ácaros. Este método tiene varias desventajas: es más invasivo pues se aplica tratamiento a un ave que se desconoce si está o no parasitada o si posee muy bajos niveles de infestación que realmente no requieren el empleo de tratamientos. Asimismo, no puede definirse con exactitud la localización del ectoparásito en el cuerpo de su hospedero.

Para la elección del método de muestreo más indicado debe tenerse en cuenta el objetivo propio del estudio y deberá estar de acuerdo con las pautas científicas y regulatorias específicas del sitio donde se empleen, con respecto al bienestar animal, experimentación, armonización, etc. (66. Yazwinski TA. Hoglund J, Permín A, Gauly M, Tucker C. World association for the advencement of veterinary parasitology (WAAVP) of guidelines for evaluating the efficacy of antihelmintics in poultry. Veterinary Parasitology. 305 (2022) 109711 https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2022.109711.).

Ante la sospecha de la circulación del ácaro hematófago Dermanyssus gallinae, la toma de muestras se realizará después de las 6:00 p.m, pues este artrópodo solo se encuentra sobre las aves en horario nocturno para alimentarse.

Otro aspecto a tener en cuenta es que la muestra debe ser lo más representativa posible, no sólo en cantidad, sino también en el estatus sanitario. Por lo cual se enviarán muestras de plumas de 10 aves por granja, como mínimo y se seleccionarán tanto aves clínicamente sanas como enfermas. Bajo ningún concepto se colectarán plumas caídas en jaulas, fómites o el suelo, únicamente se toman del ave viva (55. Rodríguez D. Toma, envío de muestras e interpretación de los resultados de parasitología en aves. VIII Jornada Científica Nacional de Avicultura, 28- 30 mayo. La Habana, Cuba; 2019.).

Para la conservación de las plumas y ectoparásitos colectados hasta su análisis en el laboratorio, se deben congelar inmediatamente después de su extracción, previa colocación en nylon sellados y correctamente identificados (55. Rodríguez D. Toma, envío de muestras e interpretación de los resultados de parasitología en aves. VIII Jornada Científica Nacional de Avicultura, 28- 30 mayo. La Habana, Cuba; 2019.) o colocarlas en frascos con alcohol al 70 % e identificar el frasco (1515. Villalobos-Moreno A, Vera-Valdivieso DC, Hoyos-García W, Michel P. Valim MP, Arcila-Quiceno VH. Ectoparasites of Coragyps atratus (Bechstein, 1793) (Accipitriformes: Cathartidae) on Bucaramanga, Santander, Colombia. Bol.cient.mus.hist.nat. 2020; 24 (2): 231-243. ISSN: 0123-3068 (Impresed) ISSN: 2462-8190 (On line)). En ambos casos, las muestras se tomarán de manera individual, lo cual permitirá determinar la prevalencia de los ectoparásitos en la unidad o lugar de procedencia.

La remisión de las aves o identificación de las muestras debe incluir la especie de ave, raza o línea, categoría o propósito, edad, unidad de procedencia y si han sido tratadas con antiparasitarios en el último mes. En caso de que hayan sido tratadas se debe especificar producto, dosis y frecuencia aplicada. Resulta necesario aclarar que este procedimiento de envío de muestras no se aplica para el estudio de eficacia de antiparasitarios.

Interpretación del resultado

La clasificación del nivel de infestación por ectoparásitos se realiza en el laboratorio, se cuenta el número de ácaros y piojos por pluma. A partir del número de ectoparásitos encontrados se determina el nivel de infestación. Este último se clasifica en muy leve, leve, media, grave y muy grave; según se refleja en la tabla 1. (77. Rodríguez GD, García FY, Valdés FL, Correoso MO, González NM, Valdés RM. Evaluación de alfacipermetrina para el control de ácaros en gallinas ponedoras en condiciones de laboratorio. Rev Inv Vet Perú. 2021; 32 (3): e20404. doi: https://dx.doi.org/10.15381/rivep.v32i3.20404.,1313. Rodríguez GD, Larramendy R, Varona E, Colás M, Reinaldo O, Villa JR, et al. Comportamiento de los parásitos externos en aves (Gallus gallus) de diferentes líneas puras. Revista Cubana de Ciencia Avícola. 2015; 39 (2): 5-12. ).

En aves de producción se sigue el criterio de control de ectoparásitos, es un grave error pretender erradicar los mismos. La intención no es erradicarlos, sino mantener bajas poblaciones, que no produzcan daños a la salud de las aves y por consiguiente, al desempeño productivo de las mismas. Puesto que los ectoparásitos producen daños perceptibles en infestaciones medias, graves y muy graves, sólo se debe aplicar tratamiento en estos casos (66. Yazwinski TA. Hoglund J, Permín A, Gauly M, Tucker C. World association for the advencement of veterinary parasitology (WAAVP) of guidelines for evaluating the efficacy of antihelmintics in poultry. Veterinary Parasitology. 305 (2022) 109711 https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2022.109711.), por las razones explicadas a continuación.

En primer lugar, el baño implica un estrés para las aves, por lo que se baña sólo cuando sea necesario, pues como estrés al fin, influye negativamente en la postura. Si cada vez que se observe un piojo se decide aplicar tratamiento, se estaría bañando constantemente, con la consiguiente afectación de los indicadores bioproductivos. La respuesta al estrés en las aves es aumentar la tasa de corticosteroides, lo que reduce el consumo de alimentos, baja la respuesta inmune y aumenta la susceptibilidad a enfermedades (1919. Sánchez A y Lamazares MC. Principales enfermedades que afectan a las aves. En: Sánchez A, López A, Sardá R, Pérez M, et al.(eds). Salud y producción de las aves. La Habana: UNAH; 2010. p. 212. ).

Segundo, porque al abusar de los productos y aumentar la presión de selección, se acelera la aparición de resistencia aspecto negativo que se procura evitar. La disponibilidad de antiparasitarios efectivos se encuentra comprometida por el progresivo aumento de los casos de resistencia y los crecientes costos de investigación. El enfoque más beneficioso del manejo de resistencia, es sin duda el que apunta a disminuir su aparición, a través del uso estratégico e inteligente de los antiparasitarios disponibles (2020. Harrington D, George DR, Guy JH, Sparagano O. Opportunities for integrated pest management to control the poultry red mite, Dermanyssus gallinae. World´s Poultry Science Journal. 2011; 68 (3): 435-446.).

Se ha demostrado una fuerte asociación entre resistencia y número de tratamientos por año; por lo que, en la planificación de una estrategia de control, se deben admitir pequeñas pérdidas de producción debidas a parásitos a favor del mantenimiento de poblaciones susceptibles. El antiparasitario es un recurso necesario, pero no renovable. La experiencia de más de cinco décadas, ha demostrado que no existe antiparasitario "resistente" a la resistencia (2121. Nari A, Eddi CS. Control de la resistencia a los antiparasitarios a la luz de los conocimientos actuales. Sitio Argentino de Producción Animal [http://www.Producción-animal.com.ar.] 2002 [Consultado 23 septiembre de 2019].).

Tercero, a mayor gasto de productos, mayores costos económicos, disminuyendo la eficiencia económica. Por último, pero no menos importante, es necesario tener en cuenta que muchos de los productos insecticidas/acaricidas tienen un impacto ambiental negativo, no se deben emplear injustificadamente (22. Lakyat A, Pumnuan J, Thipmanee K. Ectoparasite species attacking chicken in eastern area of Bangkok, Thailand. International Journal of Agricultural Technology 2022. 18(4):1619-1632 Available online http://www.ijat-aatsea.com ISSN 2630-0192 (Online).). En consideración, en infestaciones muy leves o leves no se baña, solamente se repiten los muestreos cada cierto tiempo para verificar que la infestación se mantenga a bajos niveles, si aumenta a media, entonces se procede a bañar.

Toma y envío de muestras al laboratorio

El tiempo entre la recolección y almacenamiento de las muestras es fundamental para obtener diagnósticos correctos (2424. Maia SO, dos Santos Candido MJ, Martins IV, Boeloni JN, Marin JF. Esclarecendo o diagnóstico parasitológico em aves domésticas: atualidades e perspectivas. Tópicos Especiais em Ciência Animal. 2020; (9): 130. https://cienciasveterinarias.ufes.br/sites/cienciasveterinarias.ufes.br/files/field/anexo/topicos_especiais_em_ciencia_animal_ix_2020_0.pdf#page=132. (Consulta: 28 de marzo de 2023)., 2525. Feitosa LM, Pinto PWC, Silva ÊC, Araújo LRS. Helmintoses em aves (Gallus gallus) sob diferentes sistemas de produção. Revista Brasileira Multidisciplinar. 2021; 24(3): 244-253.). Resulta conveniente enviar aves vivas al laboratorio para lograr resultados confiables. Los helmintos al ser endoparásitos no pueden migrar como los ectoparásitos, sin embargo, si el tiempo transcurrido después de la muerte del ave es considerable y hay indicios de autolisis, las enzimas que participan en este proceso, actúan sobre la cutícula de los parásitos dificultando su identificación. Por eso, en caso de especies productivas se realiza la necropsia de las aves muertas en la propia unidad y además se envían aves vivas al laboratorio (55. Rodríguez D. Toma, envío de muestras e interpretación de los resultados de parasitología en aves. VIII Jornada Científica Nacional de Avicultura, 28- 30 mayo. La Habana, Cuba; 2019.). El método de diagnóstico para este grupo de parásitos en aves es la necropsia helmintológica (2525. Feitosa LM, Pinto PWC, Silva ÊC, Araújo LRS. Helmintoses em aves (Gallus gallus) sob diferentes sistemas de produção. Revista Brasileira Multidisciplinar. 2021; 24(3): 244-253., 2626. Rodríguez JG, Olivares OJ, Cortez S, Larramendy R, Gómez E, Blandino T. Métodos para el trabajo con los helmintos más importantes en Medicina Veterinaria. Colección Salud Animal. 2002; (4). EDICENSA: 67).

Interpretación del resultado

La clasificación del nivel de infección por helmintos también se realiza a nivel de laboratorio, porque se tiene en cuenta la extensidad de invasión o prevalencia, la intensidad de invasión o nivel de infección y el grado de patogenicidad de la especie de helminto implicada. Los resultados pueden ser de helmintiosis, cuando las aves están afectadas por una especie de helminto o polihelmintiosis si están implicadas más de una especie. En la tabla 2 se observa que el nivel de infección por este grupo de parásitos se clasifica en leve, media o grave (11. García Y, Rodríguez D, Simón P. Behavior of Helminthes in Laying Hens during the Period 2014-2017. Multidisciplinary Advances in Veterinary Science. 2018; 2 (3): 341-347. doi: https://scientiaricerca.com/srmavs/SRMAVS-02-00052.php. ISSN: 2573-3435., 2626. Rodríguez JG, Olivares OJ, Cortez S, Larramendy R, Gómez E, Blandino T. Métodos para el trabajo con los helmintos más importantes en Medicina Veterinaria. Colección Salud Animal. 2002; (4). EDICENSA: 67).

Igualmente, se aplica tratamiento en caso de helmintiosis media o grave, por las razones explicadas anteriormente en el acápite de ectoparásitos. Por lo cual en caso de infecciones muy leves o leves no se aplica tratamiento, solamente se repiten los envíos al laboratorio cada cierto tiempo para verificar que la infección se mantenga a bajos niveles, si aumenta a media, entonces se procede a tratar. Siempre es necesario conocer si las especies de helmintos implicadas en el caso poseen o no hospederos intermediarios, pues de ser así se requiere de la aplicación simultánea de insecticidas para el control de estos últimos (55. Rodríguez D. Toma, envío de muestras e interpretación de los resultados de parasitología en aves. VIII Jornada Científica Nacional de Avicultura, 28- 30 mayo. La Habana, Cuba; 2019.).

Toma y envío de muestras al laboratorio

Solamente se envían aves vivas al laboratorio. Se realiza el diagnóstico mediante el método helminto-ovoscópico de flotación a partir de contenido intestinal y cecal. Se tienen en cuenta, además, la sintomatología y lesiones anatomopatológicas. En el caso de aves ornamentales o mascotas puede enviarse muestras de heces, pero las mismas deben ser frescas y trasladarse al laboratorio en un periodo no mayor de tres a cuatro horas a partir de su deposición. En aves pequeñas el volumen de heces es poco por lo que resulta difícil su colecta. Las heces no deben ser colectadas del suelo y cuando se hallan varias aves juntas no permite definir cuantas aves pudieran estar parasitadas (55. Rodríguez D. Toma, envío de muestras e interpretación de los resultados de parasitología en aves. VIII Jornada Científica Nacional de Avicultura, 28- 30 mayo. La Habana, Cuba; 2019., 2929. Rodríguez GD, García FY, Simón P, Valdés L, Correoso O, Díaz MO. Comportamiento de la circulación de coccidiosis en diferentes propósitos de Gallus gallus. Rev. Cubana de Ciencia Avícola. 2019; 43 (1): 19-24.).

Interpretación del resultado

Una vez realizada la flotación y observar al microscopio con el objetivo 10x, se le asigna una puntuación según el número de ooquistes observados en cada muestra. Los resultados emitidos son: escasos ooquistes, cantidad media de ooquistes, abundantes ooquistes y gran cantidad de ooquistes, tal y como se refiere en las tablas 3 y 4 (2929. Rodríguez GD, García FY, Simón P, Valdés L, Correoso O, Díaz MO. Comportamiento de la circulación de coccidiosis en diferentes propósitos de Gallus gallus. Rev. Cubana de Ciencia Avícola. 2019; 43 (1): 19-24.).

La figura 6 evidencia una muestra con gran cantidad de ooquistes.

Para el diagnóstico final o conclusión del caso se tiene en cuenta el cuadro clínico, las lesiones macroscópicas y los resultados de la flotación (número de ooquistes). También son útiles las preparaciones de impronta y estudios histopatológicos (3030. Dinev I. Enfermedades de las aves. Atlas a color. 2^da edición. Stara Zagora, Bulgaria: Ediciones CEVA; 2011.). Se aplica tratamiento cuando se observan síntomas y lesiones en las aves. Antes de tratar hay que tener en cuenta que si se está suministrando pienso con anticcocidial de manera preventiva, en ese caso se aplica un anticoccidial diferente al empleado en el pienso (55. Rodríguez D. Toma, envío de muestras e interpretación de los resultados de parasitología en aves. VIII Jornada Científica Nacional de Avicultura, 28- 30 mayo. La Habana, Cuba; 2019.).