Actividad antimicrobiana de extractos crudos bioactivos de raíces de Morinda royoc L. crecidas en Cuba

Geeisy Angela Cid Valdés, Claudia Linares Rivero, Maribel Rivas Paneca, Janet Quiñones-Gálvez, Yanelis Capdesuñer Ruiz

Resumen

Este trabajo tuvo como objetivo determinar la actividad antimicrobiana in vitro de extractos crudos de raíces de Morinda royoc L., ricos en antraquinonas bioactivas, sobre dos bacterias fitopatógenas (Xanthomonas campestris p.v. phaseoli y Pectobacterium carotovorum subsp. carotovorum), dos bacterias patógenas de humanos (Bacillus licheniformis y Stenotrophomonas maltophilia) y tres hongos fitopatógenos (Rhizoctonia solani Kϋhn, Stemphylium solani Webber y Sarocladium oryzae Sawada). El extracto se preparó a una concentración de 10 mg·ml-1, previamente obtenido por el método de extracción en Soxhlet. Para la evaluación de la actividad antimicrobiana se utilizó el método de difusión en agar para las bacterias y el de microdilución para los hongos. Los resultados obtenidos en este estudio demostraron que el extracto fue efectivo para inhibir más del 50 % del crecimiento de Xanthomonas campestris sin diferencias significativas entre las diferentes dosis usadas. Bajo las mismas condiciones, se alcanzó una inhibición ca. del 50 % del crecimiento de las bacterias Bacillus licheniformis y Stenotrophomonas maltophilia a las 48 horas de exposición a las dosis 150 y 450 µg respectivamente. Por otro lado, los hongos estudiados mostraron susceptibilidad al extracto después de las 48 horas de incubación. La mayor actividad antifúngica se logró frente a Rhizoctonia solani, con una reducción ca. 50 % de su crecimiento frente a las concentraciones 1,25 y 2,5 mg·ml-1 sin diferencias significativas. Después de 72 horas de incubación no se observó actividad inhibitoria del extracto en el crecimiento de los hongos. De todos los patógenos estudiados en este trabajo, Pectobacterium carotovorum fue el único que no mostró susceptibilidad frente a las dosis de extracto usadas.

Palabras clave

extractos crudos; patógenos; actividad inhibitoria; porcentaje de inhibición; antraquinonas bioactivas

Texto completo:

PDF HTML EPUB XML

Referencias

Ringuelet J. Productos naturales vegetales. La Plata: D - Editorial de la Universidad Nacional de La Plata; 2013.

Gandhi S, Mahajan V, Bedi Y. Changing trends in biotechnology of secondary metabolism in medicinal and aromatic plants. Planta. 2014; 241(2):303-317.

Shahzad A, Sharma S, Siddiqui S. Biotechnological strategies for the conservation of medicinal and ornamental climbers. Cham: Springer; 2016.

Borroto J, Trujillo R, Waksman N, Hernández M, Salazar R. Actividad antimicrobiana y toxicidad frente a Artemia salina del extracto diclorometánico de raíces de Morinda royoc L. Revista Cubana de Plantas Medicinales. 2011; 16 (1): 34-42.

Busto V, Calabró-López A, Rodríguez-Talou J, Giulietti A, Merchuk J. Anthraquinones production in Rubia tinctorum cell suspension cultures: Down scale of shear effects. Biochemical Engineering Journal. 2013; 77:119-128.

Olaoluwa O, Aiyelaagbe O, Irwin D, Reid M. Novel anthraquinone derivatives from the aerial parts of Antigonon leptopus Hook & Arn. Tetrahedron. 2013;69(33):6906-6910.

Barrera Vázquez M, Comini L, Martini R, Núñez Montoya S, Bottini S, Cabrera J. Comparisons between conventional, ultrasound-assisted and microwave-assisted methods for extraction of anthraquinones from Heterophyllaea pustulata Hook f. (Rubiaceae). Ultrasonics Sonochemistry. 2014;21(2):478-484.

Perassolo M, Cardillo A, Mugas M, Núñez Montoya S, Giulietti A, Rodríguez Talou J. Enhancement of anthraquinone production and release by combination of culture medium selection and methyl jasmonate elicitation in hairy root cultures of Rubia tinctorum. Industrial Crops and Products. 2017; 105:124-132.

Mishra B, Kishore N, Tiwari V, Singh D, Tripathi V. A novel antifungal anthraquinone from seeds of Aegle marmelos Correa (family Rutaceae). Fitoterapia. 2010;81(2):104-107.

Kamiya K, Hamabe W, Tokuyama S, Hirano K, Satake T, Kumamoto-Yonezawa Y. Inhibitory effect of anthraquinones isolated from the Noni (Morinda citrifolia) root on animal A-, B- and Y-families of DNA polymerases and human cancer cell proliferation. Food Chemistry. 2010;118(3):725-730.

Ahmad A, Alkarkhi A, Hena S, Siddique B, Dur K. Optimization of Soxhlet extraction of Herba leonuri using factorial design of experiment. International Journal of Chemistry. 2010;2(1).

Han Y, Van der Heijden R, Verpoorte R. Biosynthesis of anthraquinones in cell cultures of the Rubiaceae. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2001; 67 (3): 201-220.

Schulte U, El Shagi H, Zenk M. Optimization of 19 Rubiaceae species in cell suspension cultures of Cinchona ledgeriana. Plant Cell Rep. 1984; 3 51-54.

Bauer A, Kirby W, Sherris J, Turck M. Antibiotic susceptibility testing by a standardized single disk method. American Journal of Clinical Pathology. 1966;45(4_ts):493-496.

Bertani G. Studies on lysogenesis I.: The mode of phage liberation by lysogenic Escherichia coli. Journal of bacteriology. 1951; 62 (3): 293.

Cuenca-Estrella M, Gomez-Lopez A, Alastruey-Izquierdo A, Bernal-Martinez L, Cuesta I, Buitrago M. Comparison of the Vitek 2 antifungal susceptibility system with the clinical and laboratory standards institute (CLSI) and european committee on antimicrobial susceptibility testing (EUCAST) broth microdilution reference methods and with the sensititre yeast one and Etest techniques for in vitro detection of antifungal resistance in yeast isolates. Journal of Clinical Microbiology. 2010;48(5):1782-1786.

Alves D, Pérez-Fons L, Estepa A, Micol V. Membrane-related effects underlying the biological activity of the anthraquinones emodin and barbaloin. Biochemical Pharmacology. 2004;68(3):549-561.

Pandey R, Mishra A. Antibacterial activities of crude extract of Aloe barbadensis to clinically isolated bacterial pathogens. Applied biochemistry and biotechnology. 2010; 160 (5): 1356-1361.

Domingo D, López-Brea M. Plantas con acción antimicrobiana. Rev Esp Quimioterap. 2003; 16 (4): 385-393.

Mondal K, Dureja P, Prakash Verma J. Management of Xanthomonas camprestris pv. malvacearum-induced blight of cotton through phenolics of cotton Rhizobacterium. Current Microbiology. 2001;43(5):336-339.

Ciafardini G, Zullo B. Antimicrobial activity of oil-mill waste water polyphenols on the phytopathogen Xanthomonas campestris spp. Annals of Microbiology. 2003; 53 (3): 283-290.

Mohanta T, Patra J, Rath S, Pal D, Thatoi H. Evaluation of antimicrobial activity and phytochemical screening of oils and nuts of Semicarpus anacardium Lf. Scientific Research and Essays. 2007; 2 (11): 486-490.

Vidigal P, Müsken M, Becker K, Häussler S, Wingender J, Steinmann E, Kehrmann J, Gulbins E, Buer J, Rath P. Effects of green tea compound epigallocatechin-3-gallate against Stenotrophomonas maltophilia infection and biofilm. PloS one. 2014; 9 (4): e92876.

Betts J, Kelly S, Haswell S. Antibacterial effects of theaflavin and synergy with epicatechin against clinical isolates of Acinetobacter baumannii and Stenotrophomonas maltophilia. International Journal of Antimicrobial Agents. 2011;38(5):421-425.

Singh U, Pandey V, Wagner K, Singh K. Antifungal activity of ajoene, a constituent of garlic (Allium sativum). Canadian Journal of Botany. 1990;68(6):1354-1356.

Goss M, Mafongoya P, Gubba A. Moringa oleifera extracts effect on Fusarium solani and Rhizoctonia solani growth. Asian Research Journal of Agriculture. 2017;6(1):1-10.

Anfoka G, Al-Mughrabi K, Aburaj T, Shahrour W. Antifungal activity of olive cake extracts. Phytopathologia mediterranea. 2001; 40 (3): 240-244.

Vinale F, Ghisalberti E, Flematti G, Marra R, Lorito M, Sivasithamparam K. Secondary metabolites produced by a root-inhabiting sterile fungus antagonistic towards pathogenic fungi. Letters in Applied Microbiology. 2010;50(4):380-385.

Al-Mughrabi K. Antimicrobial activity of extracts from leaves, stems and flowers of Euphorbia macroclada against plant pathogenic fungi. Phytopathologia mediterranea. 2003; 42 (3): 245-250.

Iglesias D, Ojito K, Linares C, Portal O. Actividad antifúngica in vitro de extractos de hojas de Citrus spp. frente a Stemphyllium solani Weber. Centro Agrícola. 2017; 44 (3): 5-12.

Natrajan R, Lalithakumari D. Antifungal activity of the leaf extract of Lawsonia inermis on Drechslera oryzae. Indian Phytopath, 1987; 40 (3): 390-395.

Meera T, Balabaskar P. Antifungal activity of botanicals against Sarocladium oryzae causing rice sheath rot disease. International Journal of Food, Agriculture and Veterinary Sciences. 2012; 2 (1): 121-127.

Krolicka A, Szpitter A, Gilgenast E, Romanik G, Kaminski M, Lojkowska E. Stimulation of antibacterial naphthoquinones and flavonoids accumulation in carnivorous plants grown in vitro by addition of elicitors. Enzyme and Microbial Technology. 2008;42(3):216-221.

Yang X, Yang L, Wang S, Yu D, Ni H. Synergistic interaction of physcion and chrysophanol on plant powdery mildew. Pest Management Science. 2007;63(5):511-515.

Enlaces refback

  • No hay ningún enlace refback.